Aerosolisierungsflussmittel, bio

Communications Biology Band 6, Artikelnummer: 809 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Über die Ausbreitungskapazitäten von Limnomonas gaiensis in Süßwasserseen in Nordeuropa ist wenig bekannt. In dieser Studie zeigen wir, dass die Art unabhängig von ihrer Dichte in der Wasserquelle oder der zur Simulation des Wellenbrechens verwendeten Strahlgeschwindigkeit erfolgreich aus Wasserquellen durch Blasenplatzen (2–40 Partikel·cm−3) aerosolisiert werden konnte. Die Lebensfähigkeit der Art wurde sowohl durch Wasserturbulenzen als auch durch Aerosolbildung beeinträchtigt. Die Überlebensrate der emittierten Zellen war gering, stammspezifisch und wurde durch blasenzerstörende Prozesse unterschiedlich beeinflusst. Die Entität „Mikroalgen und Bionten“ könnte Ethanol produzieren und aktiv durch Eis (hauptsächlich ≤ −18 °C) erzeugte lösliche Eiskeimbildungsaktive Proteine ​​zur Keimbildung bringen und dadurch möglicherweise die Smog- und Wolkenbildung beeinflussen. Darüber hinaus könnten kleinste Belastungen besser mit angelegten Stressfaktoren umgehen. Das Überleben bei kurzzeitiger Einwirkung von Temperaturen bis zu –21 °C und Frostereignissen lässt darüber hinaus darauf schließen, dass L. gaiensis in der Luft verbreitet werden und zu ihrer Ablagerung beitragen könnte.

Die Mikroalge Limnomonas gaiensis bewohnt Süßwasserseen in Nordeuropa. Dieses Mitglied der Phylogruppe Chlamydomonas wurde kürzlich morphologisch und genetisch beschrieben1. Die Art wurde aus nicht verbundenen Wassersystemen in Nordeuropa1 isoliert und weist Schlüsselmerkmale für die Ausbreitung von Organismen und die lokale Anpassung auf, gekennzeichnet durch die Fähigkeit, sich an einen weiten pH-Bereich2 zu gewöhnen. Die Ausbreitungsfähigkeit ist jedoch nicht bekannt.

Über die Luft übertragene Chlamydomonas-Arten wurden aus einem breiten Spektrum an geografischen Standorten gemeldet3, mit erfolgreicher Verbreitung4,5,6, auch in der Schneeart C. nivalis7. Aufgrund der Entfernung und des Fehlens einer Wasserverbindung zwischen den Seen, in denen L. gaiensis vorkommt, vermuteten wir, dass die Luftverteilung eine Rolle bei seiner Ausbreitung spielen könnte.

Aquatische Mikroalgen werden durch Abrieb der Wasseroberfläche3, durch Windreibung und brechende Wellenkämme zu Aerosolen zerstäubt, wodurch Schaumtropfen entstehen8, oder durch das Platzen von Blasen, wodurch Film- oder Strahltröpfchen entstehen. Über Land und Meer wurde über Mikroalgen-Aerosolisierung berichtet, die je nach Standort, Windbedingungen3,9, Organismendichte in der Wasserquelle und Wachstumsbedingungen variiert10,11. Bisher sind weniger als eine Handvoll Emissionsflüsse verfügbar4,12,13,14, die bis zu 3 × 103 Zellen.m−3 bei Mikroalgen und 4 × 105 Zellen.m−3 bei Pikomikroalgen (0,2–2 µm) erreichen. Darüber hinaus sind die Prozesse, die die Aerosolisierung von Mikroalgen steuern, noch unzureichend charakterisiert.

Die Mikroalgen-Aerosolisierung hat aufgrund ihrer Fähigkeit, mit der Atmosphäre zu interagieren, sich morphologisch an atmosphärische Bedingungen anzupassen15, sich in neue Umgebungen auszubreiten und eine Quelle gesundheitlicher Risiken für die Umwelt und die Gesellschaft darzustellen3,9,16, Beachtung gefunden3,9,16. Die Vermehrung luftübertragener Mikroalgen wie Chlamydomonas spp.16 kann sowohl in Innenräumen16,17 als auch im Freien3,9,18 zu schwerwiegenden Umwelt- und Hygieneproblemen führen. Darüber hinaus können sich einige in Seen vermehren, die mit giftigen Cyanobakterien6 kontaminiert sind, eine Ähnlichkeit mit L. gaiensis1.

Mikroalgen können flüchtige organische Verbindungen (VOCs) produzieren, die für die Chemie der Atmosphäre wichtig sind19,20,21,22. Sie können auch aktiv Eis von unter –6 °C erzeugen, indem sie die Produktion von aktiven Eiskeimbildungsverbindungen (INA)23 und von unter –23 °C durch die Produktion von INA-Exsudaten24 vermitteln. Genauer gesagt, bestimmte Chlamydomonas sp. kann aktiv Eis25 bei einer Temperatur zwischen –8 und –17 °C bilden. Daher können produzierte Mikroalgen-VOCs und INA-Moleküle potenzielle Auswirkungen auf atmosphärische Prozesse wie die Wolkenbildung und ihre eigene Ablagerung haben.

Aufgrund ihrer typischerweise großen Größe ist nicht zu erwarten, dass aerosolisierte Mikroalgen längere Zeit in der Luft bleiben3. Aus diesem Grund wurde angenommen, dass ihre Auswirkungen auf das Klima und die Ausbreitung des vermittelten Luftverkehrs vernachlässigbar sind. Überraschenderweise wurden einige Mikroalgen weit entfernt von ihren potenziellen Quellen gemeldet, sogar an abgelegenen Orten wie der Antarktis3,26,27,28. Darüber hinaus haben Studien mithilfe der Rückflugbahnanalyse gezeigt, dass ein langer und lebensfähiger Transport von Mikroalgen möglich ist15,29,30,31. Durch den langen Lufttransport ergeben sich verschiedene Möglichkeiten für Wechselwirkungen mit der Sonnenstrahlung und ihr Potenzial, als sogenannte Riesenwolkenkondensationskerne (CCN) zu fungieren, die den Keim für die Bildung flüssiger Wolkentröpfchen bilden. Die Rolle luftgetragener Mikroalgen als riesiges CCN wurde bereits vermutet28, ist jedoch bisher nicht vollständig verstanden.

Ziel dieser Studie ist es, abzuleiten, ob L. gaiensis über Blasenzerstörungsprozesse in die Atmosphäre emittiert werden kann und mit den mit der Emission verbundenen Belastungen zurechtkommt, und biotische Verbindungen zu identifizieren, die atmosphärische Prozesse beeinflussen könnten. Wir untersuchten (i) seine Aerosolisierungskapazität (d. h. die relativen Größen der Aerosolisierungsflüsse) für verschiedene Arten von Strahlen, (ii) seine Auswirkung auf die Atmosphärenchemie (d. h. die Produktion von VOCs und aktiven Verbindungen zur Eiskeimbildung von –4 bis –21 °). C) und (iii) lebensfähige Kapazitäten nach Aerosolisierungs- und Gefrierereignissen. Die Ergebnisse unserer Studie könnten neue Erkenntnisse über die Verbreitung von Mikroalgen und ihre Rolle als primäre biologische Aerosolpartikel (PBAPs) in der Atmosphäre liefern.

In einer Pilotstudie (Experiment (Exp)1–2, Tabelle 1) untersuchten wir die Auswirkungen des Platzens von Blasen (Single Jet (SJ) versus Multiple Jets (MJ)) bei unterschiedlichen Wasserflussintensitäten (SJ7, SJ9, MJ5, MJ3), zur Emission von VR66-07 und R86-47. In allen Szenarien zeigten die Ergebnisse, dass Mikroalgen durch Blasenplatzen erfolgreich in Aerosolform gebracht wurden.

Die direkte Messung des emittierten Mikroalgen-Ensembles (EM) (dh Zellen, Zellfragmente und anderes Mikroalgenmaterial) wurde mithilfe des optischen Partikelspektrometers (OPS) geschätzt (ergänzende Abbildungen 1 und 2). Exp1-Daten wurden aufgrund einer Fehlfunktion der OPS-Pumpe aus der Emissionsflussanalyse ausgeschlossen. Exp2 zeigte eine konstante Emission von aerosolisierten Partikeln über die Zeit in SJ und MJ. Die Durchflussraten SJ9 und MJ3 ergaben die höchsten Konzentrationen emittierter Partikel (ergänzende Abbildung 2). Angesichts dieser Ergebnisse haben wir SJ9 und MJ3 auf die aufeinanderfolgenden Experimente angewendet.

Die Häufigkeit von EM, die über Exp1-2 auf Filtern eingefangen wurde, wurde anhand von Lugol-Fixproben bewertet. In allen Proben waren zahlreiche Zellfragmente sichtbar. Unerwarteterweise war die Anzahl intakter EM nach SJ (2467 Zellen ± 336) höher als nach MJ (1800 Zellen ± 255) (einfaktorielle ANOVA F(1,6) = 10,0, p = 0,020), in beiden Stämmen (F (1,6) = 0,67, p = 0,45). Wir vermuteten, dass der Filtrationsdruck die EM-Integrität beschädigt und die Ergebnisse beeinflusst haben könnte. Um Verzerrungen zu vermeiden, wurde in Exp5–7 eine alternative Technik in flüssiger Phase verwendet, um EM zu erfassen.

Die indirekte Schätzung der Anzahl der EM wurde anhand von Lugol-festen Proben berechnet, die aus dem Wassertank entnommen wurden (Ergänzende Abbildungen 1–3), was einen signifikanten Rückgang der Häufigkeit aquatischer Mikroalgen zeigte (durchschnittlich –73, 8% ± 0, 4 Zellen; Kruskal-Wallis). X2(4) = 21,94, p < 0,001, Dunn-Test p < 0,001), in beiden Stämmen (X2(1) = 0,004, p = 0,95). Obwohl der EM-Prozentsatz nach MJ (51,2 % ± 19,9) höher war als nach SJ (41,7 % ± 22,9), gab es keinen signifikanten Unterschied zwischen den beiden Behandlungen (Fisher Exact-Wahrscheinlichkeitstest, p = 0,26), möglicherweise aufgrund der hohen Aus den Zählungen ermittelte Standardabweichung. Es sind Diskrepanzen hinsichtlich der Lugol-Zählungen im Laufe der Zeit bekannt32, weshalb ein systematischerer Ansatz zur Abschätzung der Häufigkeiten verwendet wurde, z. B. die Zählung der Replikate einer Probenphase innerhalb eines Tages und die Anwendung der gleichen Verdünnungsfaktoren für alle Replikate.

Die OPS-Daten bestätigten, dass beide Stämme unter SJ9 und MJ3 emittiert wurden (Tabelle 1 und Abb. 1). Die Gesamtkonzentration des EM-Ensembles lag zwischen 2 und 40 Partikeln pro Quadratzentimeter und war bei allen Behandlungen und Stämmen relativ konstant (Abb. 1). Die Emissionsflüsse im Bereich von 0,8–7,9 × 10–4 m–2.s–1 waren zwischen den beiden Stämmen vergleichbar (einfaktorielle ANOVA F(1,10) = 2,16, p = 0,17) und waren systematisch, aber nur geringfügig deutlich kleiner unter SJ9 (2,4 × 10−4 m−2.s−1 ± 1,3 × 10−4) als MJ3 (4,8 × 10−4 m−2.s−1 ± 2,4 × 10−4) (Abb. 1, Kruskal-Wallis X2(1) = 3,69, p = 0,055). Darüber hinaus gab es keinen klaren Zusammenhang zwischen dem Emissionsfluss und der Mikroalgenhäufigkeit im Wassertank (ergänzende Abbildung 4).

Die Zeitreihe veranschaulicht die Gesamtkonzentration aerosolisierter Partikel (a, c) unter den Behandlungen SJ9 (blau) und MJ3 (orange) in zwei Stämmen von Limnomonas gaiensis, nämlich VR66-07 (a, b) und R86-47 (c). d), in Experiment 2 (Kreuze), Experiment 3–4 (Kreise), Experiment 5–6 (umgedrehte Dreiecke) und Experiment 7 (umgedrehte Dreiecke). Zusätzlich wird der mittlere Fluss für jeden der beiden Stämme (b, d) für beide Behandlungen zusammen mit einer Standardabweichung dargestellt, die die Variabilität über die Zeit angibt (n = 52–58).

Die mittlere Anzahl der durch Filter eingefangenen EM (feste und trockene Phase, Exp1–4) betrug 2586 Zellen (± 876), und zahlreiche gebrochene Zellen und Ablagerungen waren sichtbar. Die Anzahl der erfassten Zellen unterschied sich weder zwischen den Behandlungen (Kruskal-Wallis X2(1) = 0,53, p = 0,47) noch zwischen den Stämmen (einfaktorielle ANOVA F(1,10) = 1,04, p = 0,33) signifikant. Die Anzahl der von Impingern eingefangenen EM (flüssige Phase, Exp5–7) war mindestens zehnmal höher als bei der Verwendung von Filtern (Tabelle 1), wobei nur wenige bis keine gebrochenen Zellen sichtbar waren. Der Anteil der von den beiden Geräten erfassten Zellen war jedoch ziemlich ähnlich, da die Mikroalgenhäufigkeit in der Emissionsquelle in Exp5–7 > zehnmal höher war als in Exp1–4 (Tabelle 1). Die durch Impinger erfassten Zellzahlen unterschieden sich nicht signifikant zwischen den Behandlungen (Kruskal-Wallis X2(1) = 0,017, p = 0,90), aber zwischen den Stämmen (Kruskal-Wallis X2(1) = 14,63, p < 0,001).

Indirekte Messungen bestätigten die Aerosolisierung beider Stämme aus der Wasserquelle mit 32,8 % (± 24,6) EM. Trotz einer etwas höheren EM-Rate unter SJ (41,1 % ± 25,1) als unter MJ (24,5 % ± 23,3) wurde diese Emission durch die Wahl der Behandlung nicht signifikant beeinflusst (Zwei-Wege-ANOVA F(1,8) = 1,21, p = 0,30) noch durch Belastungen (F(1,8) = 0,58, p = 0,47) oder durch Belastungen und Behandlung (F(1,8) = 0,062, p = 0,81). Die Schwankung der Mikroalgenhäufigkeit im Wassertank (Tabelle 2) wurde durch Behandlungen (Kruskal-Wallis X2(1) = 2,37, p = 0,12) oder Stämme (X2(1) = 0,009, p = 0,93) nicht wesentlich beeinflusst. Zwischen den Experimenten wurden bemerkenswerte Schwankungen in der Mikroalgenhäufigkeit im Wassertank beobachtet (Kruskal-Wallis X2(6) = 32,59, p < 0,001) als Folge der unterschiedlichen Mikroalgenbelastung im Wassertank (X2(4) = 38,99, p < 0,001). ), insbesondere zwischen Exp1–4 und Exp5–7 (Dunn-Test p < 0,05). Wenn 107 Zellen in den Tank geladen wurden (Exp1–4), blieb die Mikroalgenhäufigkeit im Wassertank unter SJ höher als unter MJ (Kruskal-Wallis X2(1) = 12,81, p < 0,001), was zu geringeren Emissionsflüssen unter SJ führte , wie in den OPS-Daten beobachtet (Abb. 1). Wenn jedoch höhere Mikroalgenhäufigkeiten geladen wurden (Exp5–7), gab es keinen signifikanten Unterschied zwischen den Behandlungen (Kruskal-Wallis X2(1) = 0,11, p = 0,74), obwohl das OPS unter MJ systematisch höhere Flüsse verzeichnete (Abb . 1).

Das Stammbiovolumen wurde aus der Wasserquelle und den Filtern geschätzt (Experiment 2–4, Abb. 2), um zu untersuchen, ob während der Emission eine Größenauswahl erfolgte. Beide Stämme zeigten in allen Experimenten den gleichen Trend (Zweiweg-ANOVA-Stämme: F(1,6) = 2,60, p = 0,16, Experimente: F(1,6) = 0,036, p = 0,86). Zwischen der Starterkultur (ursprüngliche Kultur) und den Behandlungen wurde eine signifikante Abnahme des Biovolumens beobachtet (F(4,6) = 11,91, p = 0,0051). Das Zellbiovolumen wurde weder durch SJ noch MJ in Organismen beeinflusst, die auf Filtern (TukeyHSD p = 0,99) oder im Wassertank (TukeyHSD p = 0,99) gesammelt wurden. Es wurde jedoch ein Unterschied im Biovolumen zwischen den behandelten Stämmen beobachtet (einfaktorielle ANOVA F(1,8) = 6,374, p = 0,036), wobei das Biovolumen in R86-47 durchschnittlich kleiner war (24,0 µm3 ± 11,6) als in VR66-07 ( 42,3 µm3 ± 10,5).

Boxplot der Biovolumenwerte, die in zwei Stämmen von L. gaiensis gemessen wurden: VR66-07 (Experiment 4) und R86-47 (Durchschnitt der Experimente 2–3). Die Anzahl der Beobachtungen liegt zwischen 6 und 50 pro Stamm und Behandlung. Es wurden signifikante Unterschiede zwischen den Stämmen während des Experiments beobachtet (a vs. b, p = 0,036).

Um die Einschränkungen der Behandlung und Wiedereinfangung auf das Potenzial von L. gaiensis zur Luftverbreitung zu verstehen, wurde die Wiederbelebungsfähigkeit von EM untersucht. Keines der aus den Filtern gesammelten Impfstoffe war in der Lage, unter wachstumsfördernden Bedingungen über einen Inkubationszeitraum von zwei Monaten wiederzubeleben oder Vitalzeichen (Wachstum oder Bewegung) zu zeigen. Stattdessen waren zahlreiche fragmentierte Zellen und Trümmer sichtbar. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass möglicherweise nur ein kleiner Teil der EM lebensfähig ist oder dass die EM durch den Filtrationsdruck negativ beeinflusst werden.

Von Impingern gesammelte Inokulationen zeigten einen Überlebenserfolg von 10,4 % (± 4,8; 57/548 Inokulationen), was darauf hindeutet, dass das Einfangen in der flüssigen Phase möglicherweise weniger Zellen aufbricht und dass ein kleiner Teil der Mikroalgenstämme in der Luft verteilt werden könnte. Die beiden Stämme reagierten unterschiedlich auf Blasenplatzungsbehandlungen, mit einer geringeren Überlebensrate bei VR66-07 (4,9 %; 9/184 Inokulationen; Exp5) als bei R86-47 (13,2 % ± 1,0, Exp6-7; 48/364 Inokulationen). (Z-Test X2(1)Exp5-Exp6 = 5,78, p = 0,016; X2(1)Exp5-Exp7 = 7,67, p < 0,01). Insbesondere wurden signifikante Unterschiede für MJ beobachtet (VR66-07: 0 % (0/92 Inokulationen) vs. R86-47: 14,8 % ± 0,5 (27/182 Inokulationen); Fisher's Exact Test für Zähldaten pMJ < 0,0001), aber nicht SJ (VR66-07: 9,8 % (9/92 Inokulationen) vs. R86-47: 11,6 % ± 2,5 (21/182 Inokulationen), Stämme: 11,0 % ± 2,1 (30/274 Inokulationen), Fisher's Exact Test für Zähldaten pSJ = 0,81). Die Ergebnisse waren zwischen Experimenten (X2(1)Exp6-Exp7 = 0,06, p = 0,81) und Behandlungen (Z-Test X2(1)MJ < 0,001, p = 1,0; X2(1)SJ = 0,27, p = 0,61) reproduzierbar. .

Die Überlebensfähigkeit von Organismen wurde auch anhand von lebenden/toten Flecken in Proben aus dem Wassertank und nach der Emission bewertet. Um auf den Anteil intakter Organismen zu schließen, wurde die Vitalfärbung Neutralrot verwendet. Es färbt effizient mehrere Mikroalgen-Taxa23,33, L. gaiensis jedoch nicht richtig, da das orangerote Signal des Farbstoffs durch die becherförmige Mikroalgenmorphologie des Chloroplasten maskiert wurde und Signale von unterhalb der Vakuolen und des Zytoplasmas verdeckt wurden.

Propidiumjod wurde verwendet, um den Anteil toter/geschädigter Organismen zu bestimmen (Exp7, Ergänzungstabelle 1). Der Prozentsatz an toten Zellen war im Starter gering (7,0 % ± 0,5). Sie stieg nach der Wasserhomogenisierung signifikant auf 25,5 % (± 3,5) an (Fisher's Exact Test für Zähldaten p < 0,001) und blieb über alle Behandlungen hinweg in der Wasserpopulation konstant (SJ: 28,4 % ± 2,3, MJ: 27,9 % ± 1,6; Fisher's Exact). Test für Zähldaten (pHomogenisierungsbehandlung = 0,87 und pSJ-MJ = 1,0). Die mittels Durchflusszytometrie untersuchte Dynamik des Auftretens toter Zellen (Abb. 3) bestätigte eine Nettoabnahme der intakten Zellpopulation (außerhalb des Tors) hin zu toten Zellen (innerhalb des Tors), hauptsächlich nach der Wasserhomogenisierung (Abb. 3a, b). Dies weist darauf hin, dass Wasserturbulenzen, unabhängig von SJ oder MJ (Abb. 3c, d), einen negativen Einfluss auf das Zellüberleben hatten. Der Prozentsatz toter Zellen war in der emittierten Fraktion sehr hoch (97,1 % ± 4,2), was mit der geringen Wiederbelebungsrate der Inokulate bestätigt wird. Es gab einen geringfügig signifikant höheren Anteil toter Zellen unter SJ als unter MJ (Fisher's Exact Test for Count Data p = 0,06). Diese Tendenz ist jedoch mit Vorsicht zu genießen, da die Gesamtzahl der vom Durchflusszytometer in der emittierten Fraktion nachgewiesenen Zellen recht gering war und im Bereich der Nachweisschwelle lag.

Mit Propidiumiodid gefärbte tote Zellen (PI+; Cluster rechts) mit Angabe des Prozentsatzes toter Zellen unter den Chlorophyll-haltigen Zellen (ntotal). Die Behandlungen umfassen die anfängliche Kultur (a, ntotal = 0,9 × 109 Zellen), nach der Wasserhomogenisierung (b, ntotal = 1,6 × 109 Zellen), nach der SJ9-Behandlung (c, ntotal = 2,4 × 109 Zellen) und nach der MJ3-Behandlung (d , ntotal = 2,4 × 109 Zellen).

Die Produktion flüchtiger organischer Verbindungen (VOCs) ist aufgrund ihrer möglichen Auswirkungen auf die Atmosphärenchemie (z. B. Klima, Wolkenbildung, siehe Diskussion) von Bedeutung. Die gasförmigen Emissionen natürlicher L. gaiensis-Entitäten (z. B. Mikroalgen und Bionten, siehe Methoden) wurden während der Versuchsphasen untersucht. VOCs im m/z-Bereich von 21–200 wurden untersucht und die Emission von m/z 47,05 (Ethanol) unter Stress festgestellt. Obwohl Ethanol zu Reinigungszwecken verwendet wird und sein Mischungsverhältnis in der Laborluft zwischen den Experimenten erheblich schwankt, konnte die L. gaiensis-Entität unter Stress Ethanol produzieren (Abb. 4).

Die Felder a und c veranschaulichen die Ergebnisse für zwei Experimente mit dem Limnomonas gaiensis-Stamm VR66-07 in den Experimenten 4 bzw. 5, und die Felder b und d zeigen die Ergebnisse mit dem Stamm R86-47 in den Experimenten 3 bzw. 6. Nur der VOC m/z 47,05 wurde nachgewiesen und entspricht dem protonierten Signal für Ethanol. Fünf verschiedene Phasen der Experimente werden in unterschiedlichen Farben hervorgehoben, z. B. Emission von MilliQ-Wasser (graue Punkte, n = 212–1200), Emissionen von sprudelndem MilliQ-Wasser (schwarze Punkte, n = 757–2134), Emissionen während des ersten Mischens ( Homogenisierung, violette Punkte, n = 351–685), Emissionen aus der Behandlung mit MJ3 (orange Punkte, n = 3360–3720) und SJ9 (blaue Punkte, n = 3180–3670).

Die Ethanolemissionen waren niedrig, wenn der Tank nur mit Wasser gefüllt war (Wasserkontrollen), und höher, wenn die L. gaiensis-Entität vorhanden war (Behandlungen, Abb. 4). Im Laufe der Zeit wurde ein starker anfänglicher Rückgang der Ethanolkonzentration festgestellt, als sich nur Wasser im Tank befand (Wasserzustand, Abb. 4 Exp. 5-6), was den Ersatz der Laborluft im Tankkopfraum durch gefilterte Luft widerspiegelt. Das Ethanolsignal nahm stark zu, wenn die Organismen homogenisiert wurden (Mischbedingung, Abb. 4). Bei SJ9 wurde ein stetiger Anstieg der Ethanolemission beobachtet, der durch eine Steigung von 0,006 ppb.s−1 (Experiment 3) und 0,040 ppb.s−1 (Experiment 6) in R86-47 und von 0,002 ppb.s−1 (Experiment 4) gekennzeichnet war. und 0,006 ppb.s−1 (Exp5) in VR66-07. Sie stieg auch während MJ3 in R86-47 mit einer Steigung von 0,001 ppb.s−1 (Exp3) und 0,03 ppb.s−1 (Exp6) an, blieb aber in VR66-07 konstant.

Die Fähigkeit der L. gaiensis-Entität, aktiv Eis zu keimen, wurde mithilfe von Tröpfchengefriertests in vier Stämmen untersucht1. Gefrierereignisse und die Anzahl der eiskeimbildenden Partikel (INP) (Gesamtanteil, Abb. 5, 6) wurden geschätzt, wenn sie einem Gradienten von –4 bis –21 °C ausgesetzt wurden. Stämme aus dem See Ryssbysjön begannen bei −8 °C zu gefrieren, d. h. R86-45 bei > −8 °C mit 2,1 × 10−6 INP.cell−1 und R86-47 bei <−8 °C mit 3,3 × 10− 6 INP.cell−1. Stämme aus dem See Västra Ringsjön waren bei niedrigeren Minustemperaturen aktiv, d. h. VR66-10 bei <−17 °C mit 2,5 × 10−5 INP.cell−1 und VR66-07 bei <−18 °C mit 8,2 × 10−6 INP.cell−1. In R86-47 blieb die IN-Aktivität niedrig, zwischen −8 und −17 °C (≤ 3,9 × 10−6 INP.cell−1), manchmal unter der Nachweisgrenze (<−12 °C) und begann bei wieder anzusteigen <−17 °C ( ≤ 1,5 × 10−4 INP.cell−1). Bei allen Stämmen wurde die Hälfte der Replikate von –18 bis –21 °C eingefroren (gefrorene Fraktion (FF) von 0,5) (Abb. 5). Bei –21 °C wurden alle Replikate in R86-45 eingefroren (FF = 1) (Abb. 5a). Bei den drei anderen Stämmen (Abb. 5b–d) erreichte FF 0,95 in VR66-10, 0,88 in R86-47 und 0,75 in VR66-07. Bei −21 °C betrug die Anzahl der INP im Durchschnitt 1,01 × 10−4 (± 0,4 × 10−4) INP.cell−1 und erreichte 8,2 × 10−5 INP.cell−1 in R86-45, 1,5 × 10 −4 INP.cell−1 in R86-47, 5,2 × 10−5 INP.cell−1 in VR66-07 und 1,2 × 10−4 INP.cell−1 in VR66-10 (Abb. 6). Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass die L. gaiensis-Entität bei eher niedrigen Temperaturen IN-aktiv sein könnte, was im Vergleich zu bekannten INA-PBAPs (z. B. P. syringae, unsere Positivkontrolle, ≤ −6 °C) und abiotischen Partikeln (≤ −12 °C) nahezu vernachlässigbar ist. .

Die vier untersuchten Stämme von Limnomonas gaiensis, R86-45 (a), R86-47 (b), VR66-07 (c) und VR66-10 (d), wurden einem abnehmenden Gradienten von –1 °C von –4 auf ausgesetzt −21 °C. Der Gesamtanteil ist grün dargestellt. Die Behandlungen umfassten entweder die Denaturierung von Proteinen durch Hitze (nicht proteinhaltig, orange), die Auswahl der Molekülgröße durch Filtration auf einer 0,22-µm-Porenmembran (löslich, blau) oder eine Kombination beider Behandlungen (löslich, nicht proteinhaltig, lila). Die Anzahl der Replikate betrug 32 Tröpfchen von 20 µL entweder Mikroalgen (Stamm), MWC (Negativkontrolle, schwarz) oder Pseudomonas syringae aktiv > -4 °C (Positivkontrolle, grau). Die Fehlerbalken zeigen das 95 %-Konfidenzintervall. Jeder Datenpunkt ist die Synthese von insgesamt 52 bis 64 Replikaten pro Stamm und Behandlung und von 116 Replikaten pro Kontrolle.

Die vier untersuchten Stämme von Limnomonas gaiensis, R86-45 (a), R86-47 (b), VR66-07 (c) und VR66−10 (d), wurden einem abnehmenden Gradienten von –1 °C von –4 auf ausgesetzt −21 °C. Die Daten werden auf die Negativkontrolle normalisiert. Der Gesamtanteil ist grün dargestellt. Die Behandlungen umfassten entweder die Denaturierung von Proteinen durch Hitze (nicht proteinhaltig, orange), die Auswahl der Molekülgröße durch Filtration auf einer 0,22-µm-Porenmembran (löslich, blau) oder eine Kombination beider Behandlungen (löslich, nicht proteinhaltig, lila). Die Fehlerbalken zeigen das 95 %-Konfidenzintervall für 52–64 Wiederholungen pro Stamm und Behandlung.

Die Art der für die IN-Aktivität verantwortlichen Komponente wurde mithilfe von Wärme- und Filtrationsbehandlungen untersucht (Abb. 5). Es gab einen signifikanten Effekt der Behandlungen auf die Stammaktivität (Kruskal-Wallis waren proteinhaltig. Eine Filtrationsbehandlung wurde durchgeführt, um zu entschlüsseln, ob die proteinhaltigen INA-Verbindungen löslich waren (Größe <0,22 µm). Die Stämme R86-45 wurden durch die Filtrationsbehandlung erheblich beeinträchtigt (Abb. 5a und 6a, Dunn-Test p = 0,03), was darauf hinweist, dass ihre INA-Verbindungen nicht löslich waren. Bei den drei anderen Stämmen war der Effekt der Filtration jedoch nicht signifikant (Dunn-Test p = 0,24, p = 0,63 bzw. p = 0,61), was auf lösliche INA-Verbindungen schließen lässt (Abb. 5b–d und 6b–d). Beim Erhitzen sowohl der gesamten als auch der löslichen Fraktion kam es zu einem signifikanten Abfall der IN-Aktivität unter die Nachweisgrenzen (Abb. 5–6), was den proteinischen Ursprung der INA-Verbindungen bestätigte. Zusammenfassend zeigten die Ergebnisse, dass die IN-Aktivität durch INA-Proteine ​​ausgelöst wurde, die entweder löslich (R86-47, VR66-07, VR66-10) oder mit den Organismen assoziiert waren (R86-45).

Zusätzlich wurde der Höhepunkt der IN-Aktivitäten in R86-47 zwischen –8 und –11 °C und in VR66-10 von –12 bis –17 °C untersucht (Abb. 6b, d). R86-47 reagierte empfindlich auf Filtration (Dunn-Test p = 0,09), jedoch nicht auf Wärmebehandlung (Dunn-Test p = 0,41), was darauf hindeutet, dass seine INA-Verbindungen nicht proteinhaltig waren und möglicherweise mit dem Organismus (z. B. Exsudate) in Zusammenhang standen. VR66-10 zeigte in diesem Temperaturintervall nur IN-Aktivität in der löslichen Fraktion, nicht jedoch in der Gesamtfraktion. Darüber hinaus zeigte eine signifikante Verringerung der Aktivität zwischen der löslichen und der löslichen erhitzten Fraktion, dass die löslichen INA-Verbindungen proteinhaltig waren (Kruskal-Wallis X2(1) = 8,25, p = 0,004, Dunn-Test p = 0,004). Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass der Filtrationsdruck in VR66-10 möglicherweise die Integrität einiger Zellen beeinträchtigt und lösliche INA-Proteine ​​in den filtrierten Fraktionen freigesetzt hat.

Die Wiederbelebungsfähigkeit von L. gaiensis-Stämmen wurde untersucht, nachdem sie thermischem Stress ausgesetzt wurden, der allmählich auf –21 °C abnahm, und einer Inkubationszeit von bis zu drei Wochen unter wachstumsfördernden Bedingungen. Die vier Stämme konnten bis zu 8 Stunden lang diesen Minustemperaturen standhalten. Etwa die Hälfte der Replikate wurde wiederbelebt (183/384 Replikate). R86-47 zeigte die höchste Überlebensrate (59–100 %) und R86-45 die niedrigste (0–63 %). Mit der Zunahme der Zellhäufigkeit war ein allgemeiner Rückgang des Wiederbelebungsprozentsatzes zu verzeichnen (ergänzende Abbildung 5). Der höchste Prozentsatz an Wiederbelebung wurde in der „jüngsten getesteten Kultur“ beobachtet, die die geringste Häufigkeit aufwies (Ergänzungstabelle 2) und eine exponentielle Wachstumsphase durchlief (farbbasierte Beobachtung). Interessanterweise ereignete sich ein Drittel der Wiederbelebung (58/183 Wiederholungen) in Brunnen, die eingefroren waren, was darauf hindeutet, dass L. gaiensis-Stämme Einfrierereignisse überleben konnten.

Diese Studie ergab, dass L. gaiensis durch Blasenplatzungsprozesse aus Süßwasserquellen aerosolisiert werden kann und die Aerosolisierung und die Einwirkung kalter Temperaturen überlebt, und dass die Mikroalgen-Biontenpartikel auf Aerosolisierungsbedingungen reagieren und VOCs produzieren und bei warmen Temperaturen unter Null aktiv Eis bilden können. Daher ist L. gaiensis ein potenzieller Kandidat für den Lufttransport und die Verbreitung mit möglichen Auswirkungen auf atmosphärische Prozesse. Wir liefern zum ersten Mal Schätzungen der Emissionsflüsse von L. gaiensis.

Über Mikroalgen-Aerosolisierung wurde bereits berichtet. Chlamydomonas-ähnliche Arten wurden in Luftproben, Schneeablagerungen und in künstlichen Wassertanks nach Luftablagerungen nachgewiesen. In dieser Studie haben wir gezeigt, dass L. gaiensis aus Wasserquellen unter Platzen von Blasen mit einem einzelnen oder mehreren Düsen vernebelt werden kann. Die emittierte Konzentration des Mikroalgen-Ensembles war konstant und erreichte bis zu 4 × 107 Zellen.m−3. Diese Emissionsrate ist weitaus höher als die Aufzeichnungen natürlicher Emissionsraten bei Mikroalgen (≤3 × 103 Zellen.m−3)4 und Pikomikroalgen (≤3,7 × 105 Zellen.m−3)12.

Natürliche Flüsse im Seemaßstab sind schwer zu berechnen, da wenig über die typischen limnischen Konzentrationen von L. gaiensis oder Chlamydomonas sp. bekannt ist. Einer der Gründe dafür ist, dass Häufigkeiten in limnischen Untersuchungen oft als Trockengewicht oder Biomasse34,35, qualitative Messungen35 oder binäre Daten (Anwesenheit/Abwesenheit) mit ökologischen Informationen36 bereitgestellt werden. Die Emissionsraten wurden in Studien geschätzt, bei denen entweder natürliche und nachgebildete Phytoplanktongemeinschaften oder Kulturanreicherungen in Tanks mit Mikroalgenkonzentrationen von bis zu ~103–107 Zellen pro ml im oberen Bereich natürlicher Phytoplanktonblüten verwendet wurden10,11,37,38. In unserer Studie haben wir ähnliche Konzentrationsbereiche verwendet, die sich über ~103–108 Zellen.ml–1 erstrecken. Bei unseren Zellzahlen stellten wir in dicht besiedelten Experimenten (1012 Zellen, Exp5) eine geringere Emission von Mikroalgen (3,2 %) fest als in weniger dichten Wasserquellen (~ 107 Zellen, 44,8 % der EM, Exp1–4). Die Häufigkeit trägt zur höheren Emissionsrate von L. gaiensis bei, erklärt sie jedoch nicht vollständig, was darauf hindeutet, dass andere intrinsische und extrinsische Faktoren eine Rolle bei der Aerosolisierung von Mikroalgen spielen (z. B. Tröpfcheneigenschaften, Größe des Organismus, Salzgehalt, Wachstum und Lebensraumbedingungen).

Das Aerosolisierungspotenzial von Partikeln kann durch die Eigenschaften des Organismus beeinflusst werden39. Strahltröpfchen können die verfügbare aquatische Mikroalgendichte um das 8–307-fache erhöhen, und diese Erhöhung ist taxaspezifisch11. Die Größe des Organismus kann eine Rolle spielen, da die höchsten Emissionsschätzungen für Pikophytoplankton gemeldet wurden12. Auch das Wachstum von Organismen und die Produktion von Exsudaten können die Anzahl der Aerosole erhöhen10. Exsudate verändern die Viskosität der Wasseroberfläche und können die Anzahl der erzeugten Tröpfchen beeinflussen40. Im Gegensatz zu vielen Mikroalgen-Taxa (z. B. Cyanobakterien, Kieselalgen) ist L. gaiensis nicht für die Produktion von Schleim oder Exsudaten bekannt1. Somit könnte eine Kombination aus Organismengröße und Exsudatproduktion aus der Mikroalgeneinheit die Dichtebelastung des Organismus pro Tröpfchen und damit deren Emissionsrate beeinflussen. Diese Hypothese erfordert weitere Untersuchungen, da die Belastung mit L. gaiensis pro Tröpfchen nicht untersucht wurde und daher den Rahmen dieser Studie sprengt.

Die Konzentration und Größe der erzeugten Aerosole kann je nach Technik und Intensität des zu ihrer Erzeugung verwendeten Stressors unterschiedlich sein41,42. In unserer Studie verwendeten wir das Platzen von Blasen, eine Aerosolisierungstechnik, von der bekannt ist, dass sie eine breite Größenverteilung erzeugt und in der Lage ist, Mikroalgen effizient bis zu 13 cm in die Luft auszustoßen37. Wir lösten das Platzen von Blasen mit Einzel- und Mehrfachdüsen aus und erzeugten Blasen, die die gesamte Wasseroberfläche des Tanks bedeckten. Pietsch et al.42 zeigten eine positive Korrelation zwischen der Windgeschwindigkeit (Wasserturbulenz) und dem Fluss aerosolisierter aquatischer Mikroorganismen. Die systematische, aber geringfügig geringere Anzahl von EM in SJ9 als in MJ3 lässt darauf schließen, dass die Mikroalgenemission unter Bedingungen, die mit dem Aufbau mit mehreren Jets vergleichbar sind, größer wäre. Obwohl dieser Unterschied nicht signifikant war, beobachteten wir ihn sowohl bei der Untersuchung des gesamten Mikroalgen-Ensembles (OPS-Daten) als auch bei der Verfolgung der Zellhäufigkeit im Wassertank. Bei der Analyse von Wasser mit synthetischem Meersalz wurden zuvor für den verwendeten Tank höhere Emissionen mit SJ im Vergleich zu MJ beobachtet43. Die Autoren beobachteten einen stetigen Anstieg des Partikelflusses mit zunehmender Wassergeschwindigkeit, was nicht mit den konstanten Flüssen übereinstimmt, die in dieser Studie bei Verwendung von Süßwasser-Mikroalgen beobachtet wurden (ergänzende Abbildung 2).

Aerosolisierte Mikroalgen sind mögliche Ausbreitungskandidaten für die Luftverbreitung. Auf ihrer Reise sind sie verschiedenen Stressfaktoren ausgesetzt. Wasserturbulenzen, die bei Experimenten zum Platzen von Blasen erzeugt wurden, waren für den Verlust von etwa einem Viertel der Wasserpopulation verantwortlich. Der Homogenisierungsschritt führte zu einer Nettoverringerung des mittleren Zellbiovolumens und einem Anstieg der Anzahl toter Zellen um mindestens 18,5 %. Größere Zellen wurden bei Behandlungen in den Wasserproben oder auf Filtern nach der Aerosolisierung nicht beobachtet. Stattdessen war aus den Filtern eine große Anzahl zerbrochener Zellen und Ablagerungen sichtbar. Es ist möglich, dass größere Organismen durch Druck im Wasser und an Filtern geschädigt oder durch Wasserturbulenzen von der Wasseroberfläche in Richtung Boden des Wassertanks entfernt wurden. Letzteres bestätigt Simulationen44, die zeigen, dass größere Partikel entgegen den Erwartungen bei turbulenter Strömung schneller sedimentieren würden. Ross45 zeigte, dass in einer gut homogenisierten Oberflächenmischschicht (Surface Mixed Layer, SML) sedimentierte Partikel dazu neigen, am Boden der SML zu resuspendieren, wo höhere Turbulenzen auftreten. Hier haben wir einen Wassertank mit einer kleinen SML (~27,1–30,1 cm) verwendet und die oberen 2 cm beprobt. Organismen mit größerer und länglicher Form weisen jedoch eine höhere Begegnungsrate auf, was die Agglomeration und Sedimentation erleichtert46. Darüber hinaus neigen bewegliche Phytoplanktonarten dazu, turbulenten Schichten auszuweichen, um schädliche Auswirkungen starker Turbulenzen zu vermeiden47. Daher ist es möglich, dass Zellen mit größerem Biovolumen ausgespült und am Boden der SML festgehalten werden, ein natürlicher Ausschluss, der durch die Tendenz der Mikroalgen, sich an Partikeln und Oberflächen anzuheften, erleichtert wird1.

Limnomonas gaiensis wurde während der Aerosolisierung weiter negativ selektiert, wobei ~97,6 % der toten Zellen aus der emittierten Fraktion gewonnen wurden. Ein kleiner Teil der Schwellenländer (2,4 %) behielt ihre Lebensfähigkeit bei, einige von ihnen erholten sich unter wachstumsfördernden Bedingungen. Interessanterweise war die Überlebensrate höher, wenn die Organismen in der flüssigen Phase gesammelt wurden (~10,8 %), als in der festen Trockenphase (0 %). In ähnlicher Weise wurden höhere Rückgewinnungsraten von in der Luft befindlichen Mikroorganismen festgestellt, wenn flüssige Impinger als Filter verwendet wurden48. Auf Filtern hätten Austrocknung und Osmolyse die Überlebenschancen drastisch verringern können. Die Impinger-Technik schien weniger destruktiv zu sein, da nur wenige bis gar keine Zellen und Trümmer zerbrochen waren. Dies deutet darauf hin, dass ein geringer Anteil von L. gaiensis lebensfähige Fortpflanzungsorganismen in der Luft erzeugen kann und dass die Dauer ihres Transports, d.

Das Überleben von L. gaiensis in der Luft wird durch Minustemperaturen und zeitweise durch Frostereignisse beeinträchtigt. In einer früheren Studie23 haben wir gezeigt, dass in der Luft und im Wasser lebende Mikroalgen, darunter Chlorophyceae, Temperaturen von bis zu −28 °C vertragen. Limnomonas gaiensis konnte eine allmähliche und kürzere Exposition bis zu –21 °C tolerieren und erfrieren (diese Studie). Trotz negativer Selektion konnten einige L. gaiensis thermische Belastungen während des Lufttransports und bei feuchten Ablagerungen überleben.

Das Überleben der Aerosolisierung bis zur Ausbreitung kann belastungsabhängig sein. Mikroalgen in der Luft können ihre physiologischen Bedingungen an die Umgebung anpassen und stammspezifisch dickere Zellwände und Carotinoide produzieren, um UV-Exposition und reaktivem Sauerstoffstress standzuhalten15. Stämme von L. gaiensis wurden durch Aerosolisierungsbehandlungen beeinträchtigt, insbesondere bei Verwendung mehrerer Düsen. Interessanterweise gab es einen signifikanten Unterschied in der Anzahl der EM zwischen den Stämmen. Außerdem wies der Stamm mit dem größeren Biovolumen (VR66-07) die höchste Emissionsrate auf, wenn die Mikroalgenbelastung ~107 Zellen betrug, während R86-47 nicht nur das kleinere Biovolumen aufwies, sondern auch eine höhere Emissionsrate aufwies, wenn die aquatische Mikroalge vorhanden war Die Belastung betrug >109 Zellen und eine bessere Überlebensrate sowohl nach der Emission als auch nach dem Einfrieren. Darüber hinaus lässt der negative Trend zwischen dem Prozentsatz wiederbelebter Organismen und dem Zustand des Mikroalgenwachstums (Dichte, Alter) darauf schließen, dass Zellhäufigkeit und -physiologie eine wichtige Rolle für die Überlebensfähigkeit der Art spielen könnten. Die physiologische Reaktion unter Aerosolisierung und Gefrieren unterschied sich zwischen den Stämmen, unabhängig von der Konzentration des Organismus und der Wachstumsphase. VR66-07 und R86-47 hatten ähnliche Wiederbelebungskapazitäten nach Kälteeinwirkung (Z-Test bei der Bewältigung von Kälteexposition (Z-Test X2(1)VR66-07-R86-45 = 20,58 und lösliche INA-Proteine, aktiv ab −8 °C. Um die Mechanismen hinter der Toleranz von L. gaiensis gegenüber atmosphärischen Stressfaktoren zu entschlüsseln, erfordern die Ergebnisse ergänzende morphologische und physiologische Untersuchungen.

Auch wenn Schätzungen darauf hindeuten, dass die Lufthäufigkeit und das Invasionsrisiko von L. gaiensis eher gering sind, könnte der natürliche Mikroalgen-Bionten-Komplex bis zu einem gewissen Grad Einfluss auf seine Umgebung haben, indem er VOCs produziert und bei warmen Temperaturen unter Null IN-aktiv ist.

Emissionen von Wasserorganismen wurden sorgfältig untersucht, insbesondere im Hinblick auf die Produktion von Dimethylsulfid50, einem Molekül, das bei der Bildung warmer Wolken eine Rolle spielt (z. B. CLAW-Hypothese51,52). Unsere Studie zeigt, dass die L. gaiensis-Entität unter Stress, der durch das Platzen von Blasen verursacht wird, geringe Mengen Ethanol produzieren kann. Gasförmiges Ethanol reagiert in der Atmosphäre mit Hydroxylradikalen unter Bildung von Acetaldehyd und trägt so möglicherweise zur Ozon- und Smogbildung bei. Diese Beobachtung ist von großem Interesse, da die Quellen von Ethanol in der Atmosphäre bisher nur unzureichend quantifiziert sind.

Interessanterweise fanden wir höhere Konzentrationen an freigesetztem Ethanol bei Einzeldüsen als bei Mehrfachdüsen. Ethanol wird durch Fermentation von Mikroalgen-Polysacchariden wie Glykogen, Zellulose und Stärke hergestellt, wobei letztere in grünen Mikroalgen (wie Chlamydomonas sp.) in 50 % bis 70 % ihres Trockengewichts akkumuliert werden53,54. Eine Verstärkung der Stärkeakkumulation kann durch eine Mikroelementbeschränkung in Verbindung mit Luftblasen ausgelöst werden54, wodurch Energie vom Zellwachstum abgelenkt wird55. Ethanol kann als Kohlenstoffquelle für andere Mikroben dienen und wirkt in den Mikroalgen als Antioxidans oder als Stimulans für die Akkumulation von Metaboliten und für die Produktion von Lipiden, Fettsäuren und Biomasse56. Während Ethanol für die Mikroalgen von Vorteil sein kann, kann es auch den Zellstoffwechsel, die Reaktion auf oxidativen Stress und das Wachstum verändern. Dieser Effekt ist artabhängig und wurde in verschiedenen Taxa im Bereich von 0,39 bis 16 g L−1 beobachtet. In unserer Studie war die in der Luft freigesetzte Ethanolkonzentration niedrig (≤2 × 10−4 g·L−1), was darauf hindeutet, dass Ethanol eher ein stimulierender Abwehrmechanismus als ein Inhibitor der Organismenaktivität ist.

In der Atmosphäre können die Wolkenkondensations- und Eiskeimbildungseigenschaften von PBAPs die Bildung von Wolken und nasse Ablagerungen begünstigen28 und die Entfernung des Lufttransports von Mikroorganismen (einschließlich Mikroalgen) über geografische Maßstäbe hinweg beeinflussen3. Auch wenn sie unter den Aerosolen in der Minderheit sind, können emittierte marine PBAPs mit einer Größe von 0,5–10 µm als riesiges CCN wirken und den Niederschlag beeinflussen57. Darüber hinaus wurde in der Vergangenheit über Eiskeimbildung bei Mikroalgen berichtet (siehe Artikel hier), auch bei Chlamydomonas-ähnlichen Arten. Die L. gaiensis-Einheit könnte bei Temperaturen ≤ −18 °C aktiv Eis bilden, ausgelöst durch lösliche INA-Proteine ​​mit einer Größe <0,22 µm (in 3/4 Stämmen). Ihre Aktivität erfolgte bei ähnlichen Temperaturen wie bei anderen aquatischen Mikroalgenarten (−18 bis −24 °C, z. B. Peridinium aciculiferum und Microcystis sp.) mit höherer Effizienz, ausgelöst durch eine geringere Anzahl von IN-Partikeln (~ 10−5 INP.cell). −1 in L. gaiensis gegenüber ~10−1–10−2 INP.cell−1)23. Allerdings trat diese Aktivität bei niedrigeren Temperaturen auf als bei Chlamydomonas sp. (−8 und −17 °C)25. Die in R86-45 ab −8 °C festgestellte niedrige IN-Aktivität (2,1 × 10-6 INP.cell−1) wurde möglicherweise durch zellgebundene INA-Proteine ​​ausgelöst.

Da Mikroalgen in enger Beziehung zu ihren Bionten leben58, vermuten wir, dass die Mikroalgeneinheit und nicht die Mikroalge allein aerosolisiert wird. Es ist daher möglich, dass die zellgebundenen INA-Proteine ​​nicht aus Mikroalgen stammten, sondern von den wenigen Prokaryoten produziert wurden, die an die Mikroalgenzellen gebunden waren oder in der Phykosphäre vorhanden waren. Es wurde vorgeschlagen, dass angehängte Bionten IN-aktiv für die Entität sein können59 oder zur IN-Aktivität der Mikroalge beitragen25. Dennoch können axenische und nicht-axenische Mikroalgenkulturen in denselben Temperaturbereichen aktiv sein23. Es wäre interessant, Komplementanalysen an R86-45 durchzuführen, um die Quelle der Aktivierung zu entschlüsseln.

Die in der L. gaiensis-Entität beobachtete geringe Aktivität legt nahe, dass ihr Beitrag zu atmosphärischen Prozessen im Vergleich zu effizienten PBAPs (aktiv ab –1 °C)60 und anorganischen Partikeln im Allgemeinen (<–15 °C)28,61 in vorhanden ist Atmosphäre. Die Eiskeimbildungseigenschaften der L. gaiensis-Entität könnten jedoch Vorteile mit sich bringen, die zu ihrem Überleben und zur Verkürzung ihrer Verweilzeit in der Atmosphäre beitragen.

Die Verbreitung von Chlamydomonas sp. deckt ein breites Spektrum biogeografischer Regionen auf der ganzen Welt ab3, über ihre atmosphärische Häufigkeit ist jedoch nur sehr wenig bekannt. Die Konzentrationen von Mikroalgen in der Luft sind normalerweise sehr niedrig, d. h. bis zu 104 Zellen pro m3 über dem Nordatlantik14 und Hunderte von Zellen pro m3 lokal9,62, manchmal unterhalb der Nachweisgrenze63. Nur ein Bruchteil der emittierten Mikroorganismen kann in der Luft verbleiben (10 % nach 4 Tagen nach der Emission), was eine lange Reise von 0,5–5 µm großen einzelligen Eukaryoten über eine Entfernung von bis zu 104 km ermöglicht14. Ihre Emission und die Chance auf einen Transport über große Entfernungen können unter Bedingungen erhöht werden, die die Emission kleiner Tröpfchen stimulieren42. Darüber hinaus können umweltbedingte Selektionszwänge, Verdünnungsfaktoren während der Dissipation und des Transports sowie artenselektive Anforderungen an Süßwasserlebensräume den Pool lebensfähiger aerosolisierter Fortpflanzungsorganismen negativ beeinflussen. Die in der vorliegenden Studie generierten Daten können als Input für Modelle zur Bewertung des potenziellen Transportbereichs von L. gaiensis dienen. Insgesamt ist die Fähigkeit von L. gaiensis, aerosolisiert zu werden, möglicherweise Ethanol und INA-Moleküle zu produzieren, mit kalten Temperaturen, Gefrierereignissen und mikrobieller Exposition sogar gegenüber toxischen Arten zurechtzukommen, Bionten zu transportieren (hier und aus der Literatur berichtet) und Ihr Ausbreitungs- und Akklimatisierungspotenzial1,2 macht diese Art zu einem nicht zu vernachlässigenden Akteur in der Umwelt und der Gesellschaft9,16. Das verfügbare Wissen erfordert weitere Untersuchungen zu den Überlebensfähigkeiten von L. gaiensis gegenüber atmosphärischen Stressfaktoren, seiner Biontenvielfalt und einer Bewertung der möglichen Ausbreitungsdistanz seiner Fortpflanzung.

Stämme der Süßwasser-Mikroalge Limnomonas gaiensis (VR66-07 und R86-47), die aus Waldseen in Schweden1 stammen, wurden in MWC-Medium64 in einer kontrollierten Klimakammer bei 15 °C, mit einem 12-Stunden-Dunkel-:12-Stunden-Licht-Regime und 50 µmol gezüchtet Photonen.m-2.s-1 Lichtintensität. Die Stämme waren nicht axenisch (Abb. 7) und imitierten die natürliche Einheit der Art (dh Mikroalgen und Bionten). Prokaryoten waren im Kulturmedium vorhanden und wurden als einzelne Zellen oder als Zellgruppen versandt; wenige waren an L. gaiensis gebunden; und andere waren in seiner Phykosphäre vorhanden. Zwei weitere nicht-axenische Stämme (VR66−10 und R86-45), die aus denselben Waldseen in Schweden stammen1, wurden zur Untersuchung der Auswirkungen der Exposition gegenüber warmen Temperaturen unter Null verwendet (siehe unten). Die vier Stämme sind in der Algenkultursammlung der Universität Göttingen (SAG 2636–2639) erhältlich.

a: VR66-07, b: R86-47, c: VR66-10 und d: R86-45. Maßstabsleiste: 10 µm. Mikroalgenzellen erschienen aufgrund ihrer Chlorophyll-Autofluoreszenz rot und ihre DNA war durch DAPI blau gefärbt. Prokaryoten, die kleiner waren, erschienen bei der DNA-Färbung blau und bei b (Universalsonde) grün.

Ein Edelstahltank wurde verwendet, um die Belastungsaerosolisierung zu untersuchen, die das natürliche Platzen von Blasen simuliert, wie in Lit. beschrieben. 65. Der Tank wurde mit 10 l MilliQ-Wasser (EMD Millipore, 18,2 MΩ.cm bei 25 °C, 2 ppb TOC) gefüllt. Blasen wurden entweder durch einen einzelnen zentrierten 4-mm-Tauchstrahl (SJ) oder durch Mehrfachstrahlen (MJ) erzeugt, die aus acht Düsen mit jeweils 2 mm Durchmesser bestanden. Die Wasserdurchflussraten wurden bei der SJ-Behandlung auf 6,0 bzw. 6,2 l/min (SJ7 bzw. SJ9, benannt nach der Pumpeneinstellung) und bei der MJ-Behandlung auf 8,7 bzw. 11,4 l/min (MJ3 bzw. MJ5) eingestellt. Die Strömungsgeschwindigkeiten betrugen unter SJ-Behandlung 8 ms-1 und unter MJ-Behandlung 6–7 ms-143. Eine Konzentration von 106–1011 Mikroalgenzellen.L−1 wurde in den Tank geladen (Tabelle 1), was Mikroalgenkonzentrationen nachahmt, die natürlich im See während einer Blüte von Chlamydomonas sp.34 vorkommen und zuvor in Aerosolisierungsexperimenten verwendet wurden38. Ausgestoßene Gase und Partikel wurden aus dem Kopfraum (ca. 5 l) über der Wassersäule entnommen.

Kontinuierliche aerosolisierte Konzentrationen von Partikeln im Größenbereich von 0,30–10 µm wurden mit einem optischen Partikelspektrometer (OPS 3330, TSI, Durchflussrate: 1 l.min−1) gemessen. Vor dem Gerät wurde ein Kieselgel-Diffusionstrockner platziert, um die Konzentration der trockenen Partikel zu bestimmen. Die Gesamtkonzentration der Partikel wurde dann verwendet, um den Emissionsfluss des „Mikroalgen-Ensembles“ (dh Zellen, Zellfragmente und anderes mit Mikroalgen assoziiertes Material) zu berechnen. Der Fluss (F) wurde mithilfe von Gl. geschätzt. 1, unter Berücksichtigung der Spülluft durch das System (Qair), der Gesamtpartikelkonzentration (NOPS) und der Tankoberfläche (Atank von 3,6 × 10−2 m2)43. Potenzielle Wand- und Bodeneffekte wurden nicht berücksichtigt. Die Daten wurden mit AIM Software 10 (TSI) analysiert.

Über die Dauer jedes Experiments (siehe Tabelle 1) wurden kontinuierliche Messungen der VOCs im m/z-Bereich von 21–200 mit einem Proton Transfer Reaction Time-of-Flight-Massenspektrometer (PTR-ToF-MS 4000, Ionicon Analytik) durchgeführt ), betrieben unter Standardbedingungen mit einem E/N-Verhältnis von 132 Td mit einer Driftrohrspannung von 820 oder 900 V, einem Driftrohrdruck von 3,3 oder 3,4 mbar und einer Driftrohrtemperatur von 80 oder 60 °C. Das PTR-ToF-MS war direkt mit dem Tank verbunden und analysierte VOCs in der Luft über dem Wasser (Kopfraum) mit einer Auflösung von 1 Hz. Die Daten wurden mit PTR-MS Viewer 3.2.12 (Ionicon) analysiert.

Die Mikroalgenhäufigkeit im Tank wurde im Laufe der Zeit und der Behandlung bewertet, um die Emissionen von Organismen in die Luft zu berücksichtigen. Nach jeder Behandlungsphase (d. h. Starter, homogenisierter Tank, SJ, MJ) wurde ein Volumen von 1 ml wässriger Probe in dreifacher Ausfertigung aus dem Tank entnommen und in neutraler Lugol-Lösung (4 % Endkonzentration, Bie & Berntsen A/S, Dänemark), homogenisiert und bis zur weiteren Analyse bei 4 °C im Dunkeln gelagert. Die Zellhäufigkeit wurde unter Verwendung einer Sedgewick-Rafter-Zählkammer (S52, Graticules Optics Limited, Vereinigtes Königreich) und eines Umkehrmikroskops (AXIOVERT 135 M, Zeiss) bei 100- oder 200-facher Vergrößerung beurteilt.

Ausgestoßene Organismen wurden für einen Zeitraum von 52–61 Minuten auf Filtern (hydrophile PTFE-Membranen, 47 mm Durchmesser, 0,20 µm Porengröße, H020A047A, Advantec) wieder eingefangen, die an eine Pumpe mit einer Durchflussrate von ~2 L.min−1 oder Zoll angeschlossen waren 50 ml steriles MWC mit einem Impinger (NS 29/32 25×250 mm, Assistant, Duran), gemäß den Empfehlungen von Grinshpun et al.66. Nach der Sammelperiode wurden die Filter unter sterilen Bedingungen unterteilt. Die Hälfte des Filters wurde in 1 ml sterilem MWC-Medium resuspendiert und in 4 %iger Lugol-Lösung fixiert, um die Zellhäufigkeit zu beurteilen. Ein Viertel des Filters wurde in 0,5 ml sterilem MWC resuspendiert und in Replikaten in sterilen 96-Well-Mikrotiterplatten (Sarstedt, Deutschland) versandt, die mit 250 µL sterilem MWC gefüllt waren, und bei 15 °C unter wachstumsfördernden Lichtbedingungen (wie oben erwähnt) inkubiert ) bis zu einem Zeitraum von zwei Monaten. Das letzte Viertel des Filters wurde bei 4 °C im Dunkeln gelagert. Für den Impinger wurde ein Volumen von 2 ml homogenisierter flüssiger Phase in Duplikaten in 4 %iger Lugol-Lösung fixiert und bis zur Beurteilung der Zellhäufigkeit bei 4 °C im Dunkeln gelagert, und ein Volumen von 250 µL bis 500 µL wurde in Replikaten versandt entweder in sterilen 96- oder 48-Well-Mikrotiterplatten (Sarstedt und Cellstart® Greiner Bio-one). Die beimpften Platten wurden mit Parafilm verschlossen, um ein Austrocknen der Vertiefungen zu verhindern, und in einer kontrollierten Kulturkammer bei 15 °C, 12 Stunden Dunkelheit, 12 Stunden Licht und einer Lichtintensität von 50 µmol Photonen.m−2.s−1 inkubiert. Um die Wiederbelebung des Organismus im Laufe der Zeit zu beurteilen, wurden die Inokulationen bis zu zwei Monate lang mit einem Umkehrmikroskop überwacht. Die Wiederbelebung und das Wachstum von Organismen wurden regelmäßig und qualitativ auf Zellfärbung, Zellbewegung (Schwimmen oder Pendelbewegung1) und Dichte unter Verwendung eines Umkehrmikroskops (Axiovert 135 M, Zeiss) überwacht.

Das Biovolumen der Mikroalgen (B, µm3) wurde nach Gleichung bestimmt. 267 für gestreckte Sphäroidorganismen unter Berücksichtigung der Breite (W, in µm) und Länge (L, in µm) des Organismus.

Die Lebensfähigkeit der Mikroalgen wurde mithilfe der Neutralrot-Vitalfärbung für die Mikroskopie (72210 Sigma-Aldrich) unter Verwendung einer Endkonzentration von 0,2–20 % und einer 1:50.000-Lösung gemäß den Empfehlungen von Zetsche und Meysman33 sowie dem Protokoll von Tesson und Šantl-Temkiv23 getestet. Der Farbstoff reichert sich im Zytoplasma und/oder in den Vakuolen lebender Organismen an68 und verleiht lebensfähigen Organismen eine orangerote Färbung.

Darüber hinaus wurde die Konzentration der gesamten Mikroalgen und der toten Mikroalgen im Laufe der Behandlungen anhand eines Volumens von 200 µL homogenisierter Kultur geschätzt und mittels Durchflusszytometrie unter Verwendung eines NovoCyte 3000-Durchflusszytometers analysiert, das mit einem 405-nm-, 488-nm- und 640-nm-Laser ausgestattet war (Aligent, Santa Clara, Kalifornien). Beachten Sie, dass die Leistung und Stabilität der NovoCyte-Laser und -Detektoren täglich mit NovoCyte QC-Partikeln (Agilent) überprüft werden. In jeder Probe wurde ein Volumen von 1,5 µL Propidiumiodid (PI; 1 mg.mL−1, Sigma) verwendet, um abgestorbene Zellen spezifisch anzufärben. Alle Proben wurden kurz vortexiert und zusammen mit Negativkontrollen (Medium und autoklaviertes destilliertes Wasser) auf einen 24-Röhrchen-Belader geladen. Die Analyse wurde mit einer Durchflussrate von 14 µL.min−1, einer Probenzeit von 1,26 Minuten pro Probe, einer Volumenbeladung von 20 µL, einer Reihe von 3 Spülungen zwischen jeder Probe und einer Homogenisierung von 1 Zyklus pro Probe mit einer Geschwindigkeit von durchgeführt 1000 U/min für 10 Sekunden, ein Vorwärtsstreuschwellenwert für eine Höhe von >50.000 und Spannung mit zwei Lasern bei 405 nm und 488 nm. Da das Signal beider Laser ähnlich war, zeigen wir hier Daten des 488-nm-Lasers zum Vergleich mit der verfügbaren Literatur. Die generierten Daten wurden mit FlowJoTM Version 10.8.1 (Becton Dickinson & Company 2006-2021) analysiert.

Die Eiskeimbildungsaktivität und die Gefriertoleranz von L. gaiensis wurden mithilfe eines Tröpfchengefriertests69 in VR66-07 und R86-47 sowie in VR66-10 und R86-45, zwei Stämmen aus denselben Seen1, untersucht. Vor den Analysen wurden die Stämme bei 4 °C, 50 µmol Photonen.m−2.s−1, 12 Stunden Dunkelheit und 12 Stunden Licht gezüchtet. Zwanzig bis zweiunddreißig Replikate von 20 µl jedes der vier Stämme wurden in 384-Well-Platten (VWR International, Lutterworth, Vereinigtes Königreich) geladen. Jede Platte enthielt außerdem 20 bis 32 Replikate von INA Pseudomonas syringae R10.79-Zellen70, suspendiert in MWC (Positivkontrolle) und 20–32 Replikate von MWC (Negativkontrolle). Wir verwendeten Wärme- und Filterbehandlungen gemäß dem in Lit. beschriebenen Protokoll. 23 zur Beurteilung der Natur der INA-Verbindungen. Eine Teilmenge der Kulturen wurde auf einer Polycarbonatmembran (Q-max-Spritze, Frisenette) filtriert, um Partikel mit einer Größe von weniger als 0,22 µm (dh lösliche Fraktion) zu isolieren. Ein Denaturierungsschritt durch Hitzeschock mit 10-minütiger Inkubation bei 100 °C wurde verwendet, um festzustellen, ob die löslichen Partikel und die gesamten INA-Partikel (löslich und partikulär) proteinhaltigen Ursprungs waren71. Zwanzig bis zweiunddreißig Wiederholungen von 20 µL jeder Behandlung wurden zusammen mit den Kontrollen geladen. Die Gefrierprofile wurden unter Verwendung von zwei biologischen Replikaten für insgesamt 52–64 Replikate pro Behandlung und pro Stamm (n = zwei Experimente × 20–32 Replikate) und von 116 Replikaten für jede Kontrolle (n = zwei Experimente × Duplikat × 20–) bestimmt. 32 Wiederholungen) für jede der untersuchten Temperaturen. Die Platten wurden 30 Minuten lang in einer Klimakammer (Binder MK115, Tuttingen, Deutschland) bei einem Gradienten von –4 bis –21 °C mit einer Steigerung von –1 °C inkubiert. Die anfängliche Mikroalgenkonzentration reicht von 0,2 bis 13,5 × 105 Zellen.ml−1 (340–26.933 Zellen pro Inokulation). Der Anteil der gefrorenen Wells pro Bedingung und Stamm wurde visuell über den Temperaturgradienten überwacht.

Der gefrorene Anteil (FF, d. h. Anteil der gefrorenen Replikate für eine bestimmte Behandlung und einen gegebenen Stamm) wurde unter Verwendung der Gleichung aus Lit. berechnet. 72. Der FF der Negativkontrolle wurde vom FF jeder Probe abgezogen. Die Anzahl der eiskeimbildenden Partikel (INP) pro Replikat wurde unter Verwendung einer modifizierten Gleichung von Vali72, beschrieben in23, unter Berücksichtigung der Konzentration von Mikroalgen pro Replikat berechnet. Negative Werte und Messungen mit weniger als drei aufeinanderfolgenden Vorkommen oberhalb der Nachweisgrenze wurden aus den FF- und INP-Datensätzen entfernt. Die in Abb. 6 bereitgestellten INP-Daten wurden auf die Negativkontrollen normalisiert. Grafische Analysen wurden mit der R-Software Version 4.2.073 und den Paketen ggplot274, Scales Version 1.2.075, dplyr76 und Grid77 durchgeführt. Die untersuchten Platten wurden dann bei 4 °C unter wachstumsfördernden Bedingungen inkubiert. Das Wachstum in jedem Inokulat wurde wie oben erwähnt über einen Zeitraum von 23 Inkubationstagen überwacht.

Das Vorhandensein von Mikroalgen-Epibionten wurde mittels Fluoreszenz-In-Situ-Hybridisierung und Fluoreszenz-Gegenfärbung untersucht. Die Zellen wurden fixiert, indem ein Teil des Zellwachstums mit drei Teilen kalter 4 %iger PFA gemischt und 12 oder 24 Stunden lang bei 4 °C inkubiert wurde. Fixierte Proben wurden 5 Minuten lang bei 4 °C und 14.000 × g zentrifugiert und das Pellet wurde dreimal in 1x Phosphatpuffer-Kochsalzlösung (PBS) gewaschen. Die Zellen wurden in einer 1:1 PBS:96 % Ethanol-Mischung resuspendiert und bei –20 °C gelagert. Vor der Zellhybridisierung wurden die Zellen auf einem Polycarbonat-Membranfilter (0,2 μm Porengröße) filtriert. Die Zellhybridisierung wurde mit der EUB-MIX-Sonde78,79 (0,5 ng DNA.µL-1) und der Negativkontrollsonde NON-EUB80 durchgeführt, beide markiert mit dem Fluoreszenzfarbstoff Atto-488 in 35 % Formamid für 2 Stunden bei 46 °C. Die Zellen wurden dann mit 4′,6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI, 1 µg.ml−1) gegengefärbt und in Citifluor:Vecta Shield-Medium (4:1 v:v) montiert. Die mikroskopische Bildgebung wurde mit einem Fluoreszenzmikroskop bei 400-facher Vergrößerung (Eclipse Ni, Nikon, Axiovert 200 M, Zeiss) durchgeführt und mit der Bildgebungssoftware NIS-Elements (v.4.50, Nikon Instruments Inc., Melville, NY, USA) analysiert.

Statistische Analysen wurden in R73 durchgeführt. Der Vergleich der Mittelwerte wurde unter Verwendung einer einfaktoriellen und zweifaktoriellen ANOVA unter der Annahme homogener Varianzen, getestet mit den F- und Levene-Tests, und einer Normalverteilung der Residuen, getestet mit dem Shapiro-Wilk-Normalitätstest, durchgeführt. Der Post-hoc-Bereichstest Tukeys ehrlich signifikante Differenz (HSD) wurde für mehrere paarweise Vergleiche mit einem Konfidenzniveau von 95 % verwendet. Bei Ungleichheit der Varianzen wurde der nichtparametrische Kruskal-Wallis-Rangsummentest verwendet, um zu bestimmen, ob die Unterschiede zwischen den Gruppen statistisch signifikant waren, mit einem signifikanten Alpha von 5 %. Anschließend wurden mehrere paarweise Post-hoc-Vergleiche mit dem Dunn-Test und dem R-Paket FSA Version 0.9.381 durchgeführt. Der Anteilsvergleich wurde mittels Z-Test mit Kontinuitätskorrektur für kleine Stichprobengrößen durchgeführt.

In die Forschung wurden während des gesamten Forschungsprozesses lokale Forscher einbezogen; Seine Relevanz wurde unter Co-Autoren und mit Kollegen diskutiert. Rollen, Verantwortlichkeiten und Forschungsplan wurden vor der Forschung zwischen den Mitarbeitern vereinbart. Die Forschung war im Umfeld der Forscher weder stark eingeschränkt noch verboten. Die Forschung basierte auf Mikroalgenkulturen und wurde von der örtlichen Ethik nicht genehmigt, da sie keine Arbeiten an Menschen, Tieren oder gefährlichen Substanzen beinhaltete. Die Forschung wurde nach höheren Standards und in Übereinstimmung mit den Vorschriften der Universität Aarhus und Dänemark durchgeführt. Die Forschung führte nicht zu einer Stigmatisierung, Belastung, Diskriminierung oder einem anderen persönlichen Risiko für die Teilnehmer. Die Forschung beinhaltete keine größeren Gesundheits-, Sicherheits- oder sonstigen Risiken für die Forscher und grundlegende Laborsicherheitsmaßnahmen wurden gemäß den Vorschriften der Universität Aarhus durchgeführt. Im Rahmen dieser Forschung wurden keine biologischen Materialien, kulturellen Artefakte oder damit verbundenes traditionelles Wissen produziert. Bei den Zitaten wurden lokale und regionale Forschungsergebnisse berücksichtigt, die für unsere Studie relevant waren.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Die während der aktuellen Studie generierten und/oder analysierten Datensätze sind in der Zusatzdatendatei und auf begründete Anfrage bei den entsprechenden Autoren erhältlich. Untersuchte Stämme sind in der Algenkultursammlung der Universität Göttingen (SAG 2636-2639) verfügbar.

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Die Autoren danken Merete Bilde für den Zugang zum Aerosolisierungstank und der Anlage sowie für das Feedback zum Manuskript. Die Autoren danken außerdem Kasper V. Kristiensen und Anders Feilberg für ihre konstruktive Diskussion und den Zugang zum PTR-ToF-MS. Die Autoren danken der Universität Aarhus, Abteilung Biologie, Mikrobiologie und Aquatische Biologie für den Zugang zu Umweltklimakammern und Laboreinrichtungen. Die Autoren danken Corina Wieber für die Bereitstellung eines Aliquots von Pseudomonas syringae und Jesper Lundsgaard Wulff und Lars Borregaard Pedersen für technische Unterstützung. Diese Forschung und ST wurden durch das Forschungs- und Innovationsprogramm „Horizont 2020“ der Europäischen Union im Rahmen der Marie-Skłodowska-Curie-Stipendienvereinbarung Nr. finanziert. 754513 und die Forschungsstiftung der Universität Aarhus. BR wurde durch ein Forschungsstipendium von Villum Fonden (42128) und der Novo Nordisk Foundation (NNF19OC0056963) finanziert.

Aarhus Institute of Advanced Studies, Universität Aarhus, Aarhus, Dänemark

Sylvie VM Tesson

Fachbereich Biologie, Universität Aarhus, Aarhus, Dänemark

Sylvie VM Tesson & Marta Barbato

Fachbereich Chemie, Universität Aarhus, Aarhus, Dänemark

Bernadette Rosati

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SVMT trug zur Konzeptualisierung, Datenkuratierung, formalen Analyse, Finanzierungsbeschaffung, Untersuchung, Methodik, Projektverwaltung, Ressourcen, Visualisierung, dem Verfassen des Originalentwurfs, der Überprüfung und Bearbeitung bei. MB trug zur Untersuchung, Methodik sowie zum Verfassen von Rezensionen und Redigieren bei. BR trug zur Konzeptualisierung, formalen Analyse, Untersuchung, Methodik, Visualisierung, schriftlichen Rezension und Bearbeitung bei.

Korrespondenz mit Sylvie VM Tesson oder Bernadette Rosati.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Communications Biology dankt Naveen Sharma, Sylwia Śliwińska-Wilczewska und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Hauptredakteure: Tobias Goris und David Favero.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht gesetzlich zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tesson, SVM, Barbato, M. & Rosati, B. Aerosolisierungsfluss, Bioprodukte und Ausbreitungskapazitäten in der Süßwasser-Mikroalge Limnomonas gaiensis (Chlorophyceae). Commun Biol 6, 809 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-05183-5

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Eingegangen: 27. Februar 2023

Angenommen: 26. Juli 2023

Veröffentlicht: 03. August 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s42003-023-05183-5

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