Die Verhaltensthermoregulation durch Reptilienembryonen fördert den Schlüpferfolg und die Synchronisation

Communications Biology Band 6, Artikelnummer: 848 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Reptilienembryonen können sich in Eiern bewegen, um optimale thermische Bedingungen zu finden, was die traditionelle Annahme widerlegt, dass Embryonen lediglich passive Bewohner ihrer Eier sind. Die adaptive Bedeutung dieses thermoregulatorischen Verhaltens bleibt jedoch ein umstrittenes Thema. Hier zeigen wir, dass die Verhaltensthermoregulation von Schildkrötenembryonen die Inkubationszeiten verkürzte, was die Dauer der Exposition gegenüber gefährlichen Umgebungen verringern kann, die durch tödlich hohe Temperaturen verursachte Eiersterblichkeit verringerte und das Schlüpfen synchronisierte, was das Risiko von Raubtieren verringerte. Unsere Studie liefert empirische Beweise dafür, dass die Verhaltensthermoregulation durch Schildkrötenembryonen adaptiv ist.

Obwohl das Verhalten postembryonaler Lebensstadien gut dokumentiert ist, wurde die Komplexität und adaptive Bedeutung des embryonalen Verhaltens unterschätzt und unzureichend untersucht1,2,3. Traditionell ging man davon aus, dass Embryonen passiv gegenüber ihrer Umgebung sind, doch immer mehr Belege zeigen, dass Embryonen in der Lage sind, ihr Verhalten und ihre Physiologie als Reaktion auf Umweltveränderungen anzupassen1. Ein beeindruckendes Beispiel embryonalen Verhaltens ist die Beobachtung, dass Embryonen eierlegender Reptilien sich in ihren Eiern bewegen können, um geeignete thermische Umgebungen zu suchen4,5,6. Dennoch bleibt die adaptive Bedeutung des embryonalen thermoregulatorischen Verhaltens heftig umstritten7,8; Einige Autoren behaupten, dass das thermoregulatorische Verhalten des Embryos die Lebensfähigkeit der Nachkommen verbessert4,7, während andere argumentieren, dass dieses Verhalten angesichts der begrenzten thermischen Heterogenität innerhalb der Eier und der begrenzten Fähigkeit der Embryonen, sich innerhalb der Eizelle zu bewegen, selektiv neutral ist8,9. Tatsächlich kann eine embryonale Verhaltensthermoregulation bei relativ großen Eiern (z. B. Schildkröten) möglich sein, nicht jedoch bei kleinen Eiern (z. B. Eidechsen)6.

Wenn die embryonale Verhaltensthermoregulation adaptiv ist, sollte dieses Verhalten es einem Embryo ermöglichen, eine thermische Umgebung zu finden, die seine Fitness im Hinblick auf das Kosten-Nutzen-Modell der Thermoregulation verbessert10. Theoretisch kann die Verhaltensthermoregulation durch Embryonen den Entwicklungserfolg über die folgenden Wege verbessern4,11. Erstens kann die Verhaltensthermoregulation es Embryonen ermöglichen, thermische Umgebungen zu finden, die die Entwicklung beschleunigen. Zweitens kann die verhaltensbezogene Thermoregulation die thermischen Unterschiede zwischen den Eiern innerhalb eines Nests verringern, wodurch das Schlüpfen synchronisiert wird, um das Risiko von Raubtieren zu verringern. Drittens kann die Verhaltensthermoregulation es Embryonen ermöglichen, tödliche thermische Extreme zu vermeiden und dadurch die Embryonalsterblichkeit während der Entwicklung zu verringern. Um diese Hypothesen zu testen, hemmten wir das thermoregulatorische Verhalten von Embryonen in halbnatürlichen Nestern, indem wir transiente Rezeptorpotentialkanäle (TRPs), die Temperaturänderungen wahrnehmen, pharmakologisch blockierten12, um die Auswirkungen der embryonalen Verhaltensthermoregulation auf die Inkubationszeit, den Schlüpferfolg und den Schlüpfvorgang zu messen Synchronisation bei der Chinesischen Weichschildkröte (Pelodiscus sinensis). Auf diese Weise konnten wir die adaptive Bedeutung der embryonalen Verhaltensthermoregulation bei den Arten dokumentieren, bei denen wir dieses Verhaltensphänomen zum ersten Mal entdeckten.

Wir verwendeten Capsazepin, um das thermoregulatorische Verhalten von Schildkrötenembryonen zu hemmen11. Um zu testen, ob Capsazepin selbst die Embryonalentwicklung und die Merkmale des Schlüpfens beeinflusst, führten wir im Labor Eierinkubationsexperimente bei einer konstanten Temperatur von 30 °C durch; Somit stand kein Wärmegradient für die Verhaltensthermoregulation durch Embryonen zur Verfügung. Die Anwendung von Capsazepin auf Eier hatte keinen Einfluss auf die Inkubationszeit, die Schwankung der Inkubationszeit, den Schlupferfolg oder die Schlüpfmerkmale wie Panzerlänge und -breite, Körpermasse und Aufrichtungszeit (Tabelle S1). Darüber hinaus deutete das einheitliche Schlupfdatum der Eier auf ein synchrones Schlüpfen bei dieser Art hin (Tabelle S1). Daher hatte Capsazepin keinen Einfluss auf die Embryonalentwicklung oder die Merkmale des Jungtieres.

Um die Auswirkungen der Verhaltensthermoregulation auf die Embryonalentwicklung und die Merkmale von Jungtieren zu identifizieren, manipulierten wir das Thermoregulationsverhalten von Schildkrötenembryonen, die sich in naturnahen Nestern entwickelten, die wir in sonnenexponierten (offenen), gefilterten oder vollständig beschatteten Lebensräumen errichteten. Während des Experiments haben wir die Entwicklungsstadien der Embryonen überwacht. Wir fanden keine Unterschiede zwischen den Gruppen in den Entwicklungsstadien in den Wochen 2–4 (Woche 2, Z = −1,533, p = 0,125; Woche 3, Z = −0,238, p = 0,812; Woche 4, Z = −0,692, p =). 0,489). Allerdings waren die Entwicklungsstadien in der Thermoregulationsgruppe im Vergleich zur Gruppe mit inhibierter Thermoregulation in den Wochen 5–7 deutlich fortgeschritten (Woche 5, Z = −2,175, p = 0,030; Woche 6, Z = −2,678, p = 0,007; Woche 7). , Z = 2,754, p = 0,006; Abb. 1).

Von Woche 2 bis 4 hatten beide Gruppen ähnliche Entwicklungsstadien. Von Woche 5 bis 7 schritten die Entwicklungsstadien jedoch in der Thermoregulationsgruppe schneller voran als in der Gruppe mit inhibierter Thermoregulation. Der Mann-Whitney-U-Test wurde verwendet, um die Unterschiede in den Entwicklungsstadien von Embryonen unter verschiedenen Behandlungen zu testen. Die Daten werden als Mittelwert \(\pm \)SE angezeigt.

Die Gruppe mit gehemmter Thermoregulation hatte eine längere mittlere Inkubationszeit als die Thermoregulationsgruppe (58,06 ± 0,15 Tage gegenüber 54,91 ± 0,07 Tage; F1,416 = 356,995, p < 0,001; Abb. 2a). Darüber hinaus zeigten die Inkubationsperioden der Thermoregulationsgruppe hinsichtlich des Variationskoeffizienten (F1,87 = 65,680, p < 0,001; Abb. 2b) und des Variationsbereichs (F1) eine geringere Variation als die der Gruppe mit inhibierter Thermoregulation ,88 = 66,480, p < 0,001; Abb. 2c). Eier aus der Thermoregulationsgruppe hatten auch einen höheren Schlüpferfolg als solche aus der Gruppe mit inhibierter Thermoregulation (F1,88 = 19,337, p < 0,001; Abb. 2d). Allerdings unterschieden sich die Körpermasse (F1.370 = 0,251, p = 0,617) und die Aufrichtungszeit (F1.374 = 0,711, p = 0,400) der Jungtiere zwischen den Gruppen nicht (Tabelle S2).

a Eier aus der Gruppe mit Thermoregulation hatten kürzere Inkubationszeiten als Eier aus der Gruppe mit gehemmter Thermoregulation. b Die Inkubationsperioden hatten in der Thermoregulationsgruppe einen kleineren Variationskoeffizienten als in der Gruppe mit inhibierter Thermoregulation. c Die Inkubationsperioden wiesen in der Thermoregulationsgruppe einen geringeren Schwankungsbereich auf als in der Gruppe mit inhibierter Thermoregulation. d Eier aus der Thermoregulationsgruppe hatten einen höheren Schlüpferfolg als solche aus der Gruppe mit inhibierter Thermoregulation. Die Daten wurden durch verallgemeinerte lineare gemischte Modelle mit der Kupplungszahl als Zufallsfaktor analysiert. Die Daten werden mit Mittelwerten ± SE dargestellt. ***p < 0,001.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die embryonale Verhaltensthermoregulation die Inkubationszeiten verkürzte, das synchrone Schlüpfen erleichterte und den Schlüpferfolg steigerte. Diese Schlussfolgerungen galten für Embryonen aus offenen, gefilterten oder vollständig beschatteten Lebensräumen (Tabelle 1), trotz der Unterschiede in den thermischen Umgebungen und Nesttemperaturen zwischen den drei Lebensräumen (Tabellen S3, S4).

Durch die Verhaltens-Thermoregulierung verkürzten Schildkrötenembryonen ihre Inkubationszeit, indem sie ihre Entwicklungsgeschwindigkeit beschleunigten (wie durch die fortgeschrittenen Entwicklungsstadien gezeigt; Abb. 1), im Gegensatz zu vorzeitigem Schlüpfen (Schlüpfen in einem früheren Entwicklungsstadium), das Kosten verursachen kann (z. B. reduzierte Kosten). Selbstaufrichtungsfähigkeit) bei Jungtieren13. Eine Verkürzung der Inkubationszeiten kann das Mortalitätsrisiko von Embryonen verringern, da die meisten Schildkröten in der Nähe von Gewässern nisten, wo Embryonen der Gefahr extremer Temperaturen, Überschwemmungen, bakterieller Kontamination und Nesträubern ausgesetzt sind. Es wurde festgestellt, dass verkürzte Inkubationszeiten, die zu einem frühen Schlüpfen führen, einen positiven Effekt auf das Wachstum und das Überleben der Nachkommen bei Riesendrachenechsen (Amphibolurus muricatus) haben14, bei Schildkröten sind solche Fitnessvorteile eines frühen Schlüpfens jedoch unbekannt.

Synchrones Schlüpfen kommt bei vielen eierlegenden Taxa vor, von Wirbellosen bis hin zu Vögeln. Bei Schildkröten kann das synchrone Schlüpfen das Auftauchen von Gruppen erleichtern, um das Risiko von Raubtieren während der Massenmigration von Nestern ins Wasser zu verringern15,16. Synchrones Schlüpfen kann auch den Zeitraum verkürzen, in dem früh geschlüpfte Jungtiere chemische Signale freisetzen, die Raubtiere zum Verzehr der verbleibenden Geschwister anlocken können17. Schildkrötenembryonen können zu ihren in der Entwicklung weiter fortgeschrittenen Geschwistern „aufschließen“, indem sie die Entwicklungsraten erhöhen oder vorzeitig schlüpfen, um ein synchrones Schlüpfen zu erreichen13,18. Unsere Studie legte einen neuartigen Mechanismus des synchronen Schlüpfens nahe. Die Verhaltensthermoregulation ermöglicht es Embryonen, die optimale Entwicklungstemperatur in Nestern auszuwählen. Innerhalb eines Nests können sich Embryonen bewegen, um extreme Temperaturen zu vermeiden, da Eier in der oberen Schicht hohen Temperaturen ausgesetzt sind, wohingegen Embryonen sich bewegen können, um Wärme zu suchen, da Eier in der unteren Schicht kalten Temperaturen ausgesetzt sind. Daher verringert die Verhaltensthermoregulation durch Embryonen wahrscheinlich die thermischen Unterschiede zwischen Eiern innerhalb eines Nests und synchronisiert dadurch die Embryonalentwicklung zwischen Geschwistern (Abb. 2).

Die embryonale Verhaltensthermoregulation steigerte den Bruterfolg von Schildkröteneiern im Sommer 2022, als es zu einer schweren und anhaltenden Hitzewelle kam19. Dieses Ergebnis deutet darauf hin, dass Embryonen ihr Verhalten thermoregulieren könnten, um tödliche Temperaturen zu vermeiden und so das Sterblichkeitsrisiko aufgrund extremer Hitze während der Entwicklung zu verringern. Weitere Erwärmungsexperimente sind erforderlich, um zu klären, ob dieses Verhalten dazu beitragen kann, Embryonen vor Überhitzung zu schützen, und welche Bedeutung dieses Verhalten für die erfolgreiche Entwicklung von Embryonen hat, die der anhaltenden Klimaerwärmung ausgesetzt sind. Unsere vorherige Studie hat jedoch gezeigt, dass die Verhaltensthermoregulation durch Embryonen keinen Einfluss auf den Schlupferfolg der Chinesischen Dreikiel-Sumpfschildkröte (Mauremys reevesii) hat11. Dies kann auf Unterschiede zwischen den Arten in der thermischen Empfindlichkeit des Entwicklungserfolgs oder auf Unterschiede zwischen den Studien in den Inkubationsumgebungen zurückzuführen sein.

Embryonen gehören zu den fragilsten Phasen im Leben eines Tieres. Daher wird angenommen, dass Embryonen verschiedene Anpassungsstrategien entwickelt haben, um mit Umweltschwankungen umzugehen, da viele Arten im Laufe der Erdgeschichte dramatische Umweltveränderungen überlebt haben. Unsere Studie liefert empirische Belege dafür, dass Verhaltensthermoregulation den Entwicklungserfolg von Schildkrötenembryonen verbessern kann, indem sie die Inkubationszeit verkürzt, den Schlüpferfolg steigert und die Schlüpfsynchronisation optimiert. Diese adaptiven Funktionen der Verhaltensthermoregulation könnten auch auf andere eierlegende Arten anwendbar sein. Durch Verhaltensthermoregulation können sich Embryonen möglicherweise auch unter optimalen thermischen Bedingungen entwickeln und so die Qualität und Fitness der Nachkommen verbessern4,11. Zusammengenommen legen diese Ergebnisse nahe, dass Schildkrötenembryonen als eigenständige Organismen betrachtet werden sollten, die in der Lage sind, Aspekte ihrer eigenen Entwicklungserfahrung zu manipulieren. Zukünftige Studien sind erforderlich, um die Allgemeingültigkeit unserer Ergebnisse bei anderen Reptilienarten zu untersuchen.

Die Chinesische Weichschildkröte (Pelodiscus sinensis) ist in China weit verbreitet und lebt meist in Flüssen oder Teichen. Erwachsene Weibchen legen von Mai bis August 2–5 Gelege pro Jahr in ein Nest (76–100 mm tief) in der Nähe eines Gewässers. Jedes Gelege enthält 8–30 kugelförmige Eier mit einem Durchmesser von 20–30 mm und einem Gewicht von 2–6 g20. Wildlebende Populationen dieser Art sind durch Überfischung und Lebensraumzerstörung bedroht, es gibt jedoch viele Populationen in kommerziellen Schildkrötenfarmen21. Die Inkubationstemperatur beeinflusst die Embryonalentwicklung und Merkmale des Jungtiers wie Morphologie, Bewegungsleistung, Wachstumsrate und Überleben, hat jedoch keinen Einfluss auf das Geschlecht der Nachkommen21,22,23. Darüber hinaus können sich Embryonen dieser Art in ihren Eiern bewegen, um eine geeignete thermische Umgebung zu finden, ähnlich dem thermoregulatorischen Verhalten, das bei erwachsenen Reptilien beobachtet wird4,5.

Capsazepin kann das thermoregulatorische Verhalten des Embryos hemmen, indem es die Temperatursensoren blockiert, die Temperaturänderungen in der Umgebung erkennen können (z. B. TRPV1)11,12. Um zu untersuchen, ob Capsazepin die Embryonalentwicklung und die Jungtiermerkmale beeinflusst, haben wir im Juli 2021 15 Gelege (mittlere Gelegegröße = 14) frisch gelegter Eier (mittlere Masse = 5,056 g) von einer Schildkrötenfarm in der chinesischen Provinz Hebei gesammelt das natürliche Verbreitungsgebiet der Weichschildkröte. Wir haben jedes Ei mit einem Bleistift in der Reihenfolge seiner Ausgrabung nummeriert. Alle Eier wurden in feuchtem Vermiculit (–220 kPa) aufbewahrt und innerhalb eines Tages nach der Entnahme in unser Labor in Peking überführt. Eier aus demselben Gelege wurden zur Hälfte in engem Kontakt in Kisten (120 × 120 x 40 mm) begraben, die mit angefeuchtetem Vermiculit (–220 kPa) gefüllt waren. Die Hälfte der Eier jedes Geleges wurde der Capsazepin-Gruppe (mit Capsazepin behandelt) und die andere Hälfte der Kontrollgruppe (nur mit Lösungsmittel behandelt) zugeordnet. Wir stellten sicher, dass jedes Ei für das Experiment lebensfähig war, indem wir mit kaltem Licht nach Embryonen suchten, und inkubierten die Kisten mit den Eiern bei einer konstanten Temperatur von 30 °C in einem Inkubator (KB240; Binder, Deutschland). Dem Vermiculit wurde in wöchentlichen Abständen destilliertes Wasser zugesetzt, um sicherzustellen, dass das Wasserpotential aufrechterhalten wurde. Als die Embryonen das Entwicklungsstadium 11 erreichten (8–9 Tage Inkubation), behandelten wir jedes Ei der Capsazepin-Gruppe mit 5 μl einer Lösung, die 0,37 μg/μl Capsazepin enthielt (CAS-Nr. 138977-28-3, C19H21ClN2O2S, MedChemExpress, China); Auf jedes Ei der Kontrollgruppe wurde das gleiche Volumen Lösungsmittel ohne Capsazepin aufgetragen. Das Lösungsmittel bestand aus 10 % wasserfreiem Ethanol, 10 % Tween80 und 80 % Kochsalzlösung. Wir haben die Lösung auf die Eioberfläche getropft. Nachdem die Lösung in die Eier diffundiert war und die Eioberfläche getrocknet war, legten wir alle Eier zurück in die Brutkästen. Wir haben die Lösung dreimal im Abstand von einer Woche auf Eier aufgetragen.

Während der späteren Inkubationsstadien (24 Stadien, 37 Tage) und bis zum Schlüpfen aller Eier beobachteten wir die Eier alle 8 Stunden, um den Zeitpunkt des Schalenbruchs aufzuzeichnen. Nach dem Schlüpfen wurden die Jungtiere zur individuellen Identifizierung sofort auf ihrem Rückenpanzer markiert. Innerhalb von 24 Stunden nach dem Schlüpfen haben wir die Masse (± 0,001 g) sowie die Panzerlänge und -breite (± 0,01 mm) der Jungtiere gemessen. Da außerdem die Aufrichtungszeit von Jungtieren ein wichtiger Indikator für ihre neuromuskuläre Entwicklungsleistung ist13, haben wir die Jungtiere auf einer offenen Plattform (250 × 200 × 40 mm) in einem Raum mit einer konstanten Temperatur von 28 °C auf den Kopf gestellt. fünfmal hintereinander. Wir haben die Aufrichtungsversuche mit einer Videokamera (DCR-SR220E; Sony, Japan) aufgezeichnet, um die Zeit zu messen, die eine Person benötigt, um sich innerhalb von 10 Minuten fünfmal erfolgreich aufzurichten.

Im Juli 2021 haben wir mit einem digitalen Messschieber (CD-6“ CSX, Mitutoyo, Japan). Um die Wirkung der Verhaltensthermoregulation auf Embryonen und Jungtiere zu messen, haben wir im Mai 2022 73 Gelege (mittlere Gelegegröße = 14,6) frisch gelegter Eier (mittlere Masse = 4,962 g) aus derselben kommerziellen Schildkrötenfarm gesammelt. Wir haben jedes Ei mit einem nummeriert Bleistift in der Reihenfolge ihrer Ausgrabung. Alle Eier wurden anschließend in feuchtes Vermiculit (–220 kPa) gelegt und innerhalb eines Tages nach der Entnahme an den naturnahen Versuchsort in Zhoushan, Provinz Zhejiang in China (29,99 N, 122,27 E) überführt.

Zur Unterbringung der Eier haben wir insgesamt 73 künstliche Nester gebaut. Die durchschnittliche Tiefe künstlicher Nester betrug 10,86 cm, was der Tiefe der von weiblichen Schildkröten gebauten Nester ähnelt, die wir im Jahr 2021 registriert haben (durchschnittliche Tiefe = 10,91). Diese Nester wurden gleichmäßig in einem Abstand von mehr als 20 cm voneinander auf einem Versuchsgelände (3 × 24 m) mit Gräsern, Sträuchern und Bäumen verteilt, um unterschiedlich starke Schatten zu erzeugen und so den Eiablageort weiblicher chinesischer Weichschildkröten zu simulieren in ihrem natürlichen Lebensraum20. Wir ordneten die Hälfte der Eier aus jedem Gelege der mit Capsazepin behandelten Verhaltens-Thermoregulations-inhibierten Gruppe und die andere Hälfte der nur mit Lösungsmittel behandelten Thermoregulations-Gruppe zu. Diese Eier wurden in drei Schichten in das künstliche Nest gelegt, wobei jede Schicht je nach Gelegegröße 4 bis 6 Eier enthielt. Wärmedatenlogger (iButton, DS1921G; MAXIM Integrated Products Ltd., USA) wurden an der Oberfläche und 30 cm über dem Boden des Nestes platziert, um die Bodenoberflächen- und Lufttemperaturen offener, gefilterter oder vollständig beschatteter Lebensräume (je nachdem) aufzuzeichnen auf Vegetationsdichte). Außerdem wurden Wärmedatenlogger unten, in der Mitte und oben an drei Nestern jedes Lebensraums angebracht, um die Nesttemperaturen stündlich aufzuzeichnen.

Von den 73 Gelegen wurden 28 Eiergelege verwendet, um den Unterschied in den Entwicklungsstadien von Embryonen zwischen der Thermoregulations- und der Thermoregulations-inhibierten Gruppe während der Inkubation zu untersuchen. Wir haben diese 28 Gelege alle 7 Tage sorgfältig ausgegraben und jeweils ein Ei aus jedem Gelege jeder Versuchsgruppe entnommen. Die ausgegrabenen Eier wurden mit Wasser gewaschen, dann wurden die Eierschalen aufgebrochen und der Inhalt in mit 1\(\times\) PBS-Lösung (Solarbio, Peking, China) gefüllte Präparierschalen gegossen. Das Entwicklungsstadium von Embryonen wurde mithilfe eines Präpariermikroskops anhand der Morphologie von Embryonen in verschiedenen Entwicklungsstadien identifiziert24. Die verbleibenden 45 Gelege wurden verwendet, um die Auswirkung der Verhaltensthermoregulation auf die Embryonalentwicklung und die Merkmale der Nachkommen zu untersuchen. Als die Embryonen das Entwicklungsstadium 11–12 erreichten (basierend auf Beobachtungen aus dem obigen Entwicklungsstadiumsexperiment), haben wir sorgfältig alle Eier aus den Nestern ausgegraben und Capsazepinlösung auf die Eier der Gruppe mit verhaltensbedingter Thermoregulationsinhibition und Lösungsmittelbehandlung ohne Capsazepin auf die Eier angewendet Eier der Verhaltens-Thermoregulationsgruppe. Wir haben die Lösung auf die Eioberfläche getropft. Nachdem die Lösung in die Eier diffundiert war und die Eioberfläche getrocknet war, legten wir alle Eier zurück in die ursprünglichen Nester. Wir haben die Lösung dreimal im Abstand von einer Woche auf Eier aufgetragen.

Als die Embryonen das 24. Entwicklungsstadium erreicht hatten (später als das Entwicklungsfenster für die Verhaltensthermoregulation durch Schildkrötenembryonen), gruben wir alle Eier in Nestern aus und identifizierten lebensfähige Eier mit kaltem Licht. Alle lebensfähigen Eier wurden in unser Labor in Peking überführt, wo jedes Gelege zusammengeballt und zur Hälfte in angefeuchtetem Vermiculit (–220 kPa) in einer transparenten Box (120 × 120 × 120 mm) vergraben wurde. Wir trennten die Eier der Thermoregulationsgruppe von denen der Thermoregulationshemmungsgruppe durch ein weiches Polyesternetz in der Mitte jeder Box; Alle Eier innerhalb jeder Gruppe wurden so platziert, dass sie alle miteinander in Kontakt standen. Alle Kisten mit Eiern aus jedem Gelege wurden in einem Inkubator (KB240; Binder, Deutschland) bei einer konstanten Temperatur von 30 °C (nahe der Nesttemperatur am Ende der Inkubation unter naturnahen Bedingungen) inkubiert. Über diesen transparenten Kästen haben wir Live-Kameras angebracht, um das Schlüpfverhalten (z. B. Bruch der Eierschale) zu überwachen. Sobald jede Eischale zerbrach, zeichneten wir den Zeitpunkt des Eierschalenbruchs auf und maßen die Körpermasse des Jungtiers (± 0,001 g). Wir haben die Methode im obigen Experiment mit konstanter Temperatur übernommen, um die Aufrichtungszeit jedes Jungtiers zu messen. Ein Jungtier aus jeder Behandlung erholte sich nicht innerhalb der Frist, seine Daten wurden von der anschließenden statistischen Analyse ausgeschlossen.

Alle Daten wurden mit IBM SPSS Statistics Version 26.0 (IBM Corp) analysiert und vor der Analyse auf Normalität und Homogenität der Varianz getestet. Nichtparametrische Tests wurden verwendet, wenn die Daten die Anforderungen parametrischer Tests nicht erfüllten. Signifikante Unterschiede wurden bei p < 0,05 festgestellt und alle Daten werden als Mittelwert ± SE ausgedrückt. Wir haben ein verallgemeinertes lineares gemischtes Modell verwendet, um die Wirkung von Capsazepin auf die Inkubationszeit, den Schlüpferfolg und die Aufrichtungszeit der Jungtiere zu bewerten, wobei die Behandlung ein fester Faktor und die Gelegezahl ein Zufallsfaktor war. Ein lineares gemischtes Modell wurde verwendet, um die Wirkung von Capsazepin auf die Panzerlänge und -breite sowie die Körpermasse von Jungtieren zu bewerten, wobei die Behandlung ein fester Faktor, die anfängliche Eimasse eine Kovariate und die Gelegezahl ein Zufallsfaktor war. Für das naturnahe Experiment verwendeten wir den Kruskal-Wallis-Test, um Unterschiede in der Luft- und Bodenoberflächentemperatur zwischen Standorten sowie Temperaturunterschiede innerhalb jedes Nestes zu vergleichen. Mann-Whitney-U-Tests wurden verwendet, um die Auswirkung der Verhaltensthermoregulation auf die Entwicklungsstadien von Embryonen zu testen. Wir bewerteten die Auswirkung der Verhaltensthermoregulation auf die Inkubationszeit (Mittelwert, Variationskoeffizient und Variationsbereich innerhalb eines Geleges), den Schlüpferfolg und die Aufrichtungszeit des Schlüpfens mithilfe eines verallgemeinerten linearen gemischten Modells mit Behandlung als festem Faktor und Gelegezahl als Zufallsfaktor. Wir haben die Auswirkung der Verhaltensthermoregulation auf die Merkmale von Jungtieren mithilfe eines gemischten linearen Modells mit der Behandlung als festem Faktor, der anfänglichen Eimasse als Kovariate und der Anzahl der Gelege als Zufallsfaktor bewertet.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Alle zur Bewertung der Schlussfolgerungen erforderlichen Daten sind in den Zusatzdaten 1 enthalten.

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Wir danken Hua Ye und Haijian Lin für ihre Unterstützung im Labor und Rick Shine für Kommentare zum Manuskriptentwurf. Wir danken drei anonymen Gutachtern für ihre anregenden Kommentare. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der National Natural Science Foundation of China (32030013, 31821001) unterstützt. Tiere. Alle Tierstudien an Schildkröten entsprachen den Empfehlungen im Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren des Instituts für Zoologie der Chinesischen Akademie der Wissenschaften. Die Forschung wurde mit Genehmigung der Tierethikkommission am Institut für Zoologie der Chinesischen Akademie der Wissenschaften (IOZ14001) durchgeführt.

Schlüssellabor für Tierökologie und Naturschutzbiologie, Institut für Zoologie, Chinesische Akademie der Wissenschaften, Peking, 100101, China

Shuo Liu & Weiguo Du

Hochschule für Biowissenschaften, Universität der Chinesischen Akademie der Wissenschaften, Peking, 100101, China

Shuo Liu & Xiaoting Gu

Hochschule für Fischerei, Zhejiang Ocean University, Zhoushan, 316000, China

Bo Zhao

Staatliches Schlüssellabor für integriertes Management von Schädlingen und Nagetieren, Institut für Zoologie, Chinesische Akademie der Wissenschaften, Peking, 100101, China

Xiaoting Gu

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SL, BZ und XTG führten die Experimente durch; SL und WGD analysierten Daten; SL und WGD haben das Manuskript erstellt. WGD konzipierte und betreute das Projekt.

Korrespondenz mit Weiguo Du.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Communications Biology dankt Karen Warkentin und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Hauptredakteure: Luke Grinham und Christina Karlsson Rosenthal. Eine Peer-Review-Datei ist verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht gesetzlich zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Liu, S., Zhao, B., Gu, X. et al. Die Verhaltensthermoregulation durch Reptilienembryonen fördert den Schlüpferfolg und die Synchronisation. Commun Biol 6, 848 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-05229-8

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Eingegangen: 17. Februar 2023

Angenommen: 08. August 2023

Veröffentlicht: 15. August 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s42003-023-05229-8

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